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Milieux de contraste pour cellules végétales

Milieux de contraste pour cellules végétales


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J'ai actuellement une préparation d'élodée (élodée) pour mon microscope optique mais je ne peux voir que certaines des structures (membrane, paroi, chloroplastes et noyau).

Maintenant, je veux en voir plus (comme la vacuole, le peroxysome, les mitochondries, l'amyloplaste, le ribosome, l'appareil de Golgi et le réticulum endoplasmique si possible avec un microscope optique)

Je sais qu'il existe des produits de contraste comme la solution d'iode de lugol (solution d'iode-iodure de potassium) mais que montrera-t-il ? Et y en a-t-il plus ?

Merci d'avance


Différences entre les cellules végétales et animales

Les cellules animales et les cellules végétales sont similaires en ce qu'elles sont toutes deux des cellules eucaryotes. Ces cellules ont un véritable noyau, qui abrite l'ADN et est séparé des autres structures cellulaires par une membrane nucléaire. Ces deux types de cellules ont des processus de reproduction similaires, qui incluent la mitose et la méiose. Les cellules animales et végétales obtiennent l'énergie dont elles ont besoin pour croître et maintenir une fonction cellulaire normale grâce au processus de respiration cellulaire. Ces deux types de cellules contiennent également des structures cellulaires appelées organites, qui sont spécialisées pour exécuter les fonctions nécessaires au fonctionnement cellulaire normal. Les cellules animales et végétales ont en commun certains des mêmes composants cellulaires, notamment un noyau, un complexe de Golgi, un réticulum endoplasmique, des ribosomes, des mitochondries, des peroxysomes, un cytosquelette et une membrane cellulaire (plasma). Si les cellules animales et végétales ont de nombreuses caractéristiques communes, elles sont également différentes.


Cellule de plante

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Réalisateur

Tyson Brown, National Geographic Society

Auteur

Société géographique nationale

Responsables de production

Gina Borgia, Société géographique nationale
Jeanna Sullivan, Société géographique nationale

Spécialistes du programme

Sarah Appleton, National Geographic Society
Margot Willis, National Geographic Society

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Ressources associées

Fonctions de cellule

Une cellule est l'un des éléments constitutifs de la vie. Les cellules sont des groupes d'organites liés à la membrane qui travaillent ensemble pour lui permettre de fonctionner. Certains des principaux organites comprennent le noyau, les mitochondries, les lysosomes, le réticulum endoplasmique et l'appareil de Golgi. Les cellules végétales comprennent également les chloroplastes, qui sont responsables de la photosynthèse. Utilisez ces ressources en classe pour examiner le fonctionnement des cellules avec vos élèves.

Histoire de la cellule : à la découverte de la cellule

Initialement découverte par Robert Hooke en 1665, la cellule a une histoire riche et intéressante qui a finalement cédé la place à de nombreux progrès scientifiques actuels.

Comparer les cellules végétales et animales

Identifiez les différences entre les cellules végétales et animales et comment ces différences sont liées à leurs fonctions cellulaires.

Unicellulaire vs Multicellulaire

Les cellules fonctionnent différemment dans les organismes unicellulaires et multicellulaires. Un organisme unicellulaire dépend d'une seule cellule pour toutes ses fonctions, tandis qu'un organisme multicellulaire a des cellules spécialisées pour exécuter différentes fonctions qui soutiennent collectivement l'organisme.

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Comparaison des cellules végétales et animales

Identifiez les différences entre les cellules végétales et animales et comment ces différences sont liées à leurs fonctions cellulaires.

Unicellulaire vs Multicellulaire

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Milieu de pathologie – Protocole de culture de tissus végétaux

La gélose à la farine de maïs est recommandée pour la culture de champignons phytopathologiques et est également recommandée pour la production de chlamydospores par Candida albicans. Les étapes de base pour préparer ce produit sont énumérées ci-dessous :

  1. Suspendre 17,0 g de poudre dans 1 litre d'eau distillée (W3500) et porter à ébullition ou jusqu'à dissolution complète du milieu. Ajouter 1 % de monooléate de polyoxyéthylènesorbitan (TWEEN ® 80) (P4780) pour favoriser la production de chlamydospores.
  2. Stériliser le milieu dans un autoclave validé à 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Le milieu doit atteindre une température de 121 °C pendant au moins 15 minutes. Reportez-vous au protocole de stérilisation des médias.
  3. Distribuez le milieu comme vous le souhaitez.

Toutes les préparations de milieu doivent être conservées à 0-5 °C. Conserver le milieu sec à température ambiante (inférieure à 30 °C). La poudre déshydratée doit être jaune clair, homogène et fluide. La détérioration du milieu en poudre peut être reconnue par : 1) granulation, agglutination ou matière particulaire dans toute la poudre 2) changement de pH 3) incapacité à favoriser la croissance lorsqu'il est correctement utilisé.

Bouillon Czapek Dox (C1551)

Le bouillon Czapek Dox est un milieu liquide défini, conçu pour la culture de champignons et de bactéries capables d'utiliser l'azote inorganique et est particulièrement utile pour la culture de diverses bactéries et champignons du sol et de nombreux aspergilli saprophytes. Ce milieu est préparé avec uniquement des sources inorganiques d'azote (Nitrate de Sodium) et une source de carbone chimiquement définie (Glucose). Ce produit est une modification de la formule Czapek de Dox selon Thom et Raper (1945). Les étapes de base pour préparer ce produit sont énumérées ci-dessous :

  1. Suspendre 35,0 g de poudre dans 1 litre d'eau distillée et porter à ébullition ou jusqu'à dissolution complète du milieu.
  2. Stériliser le milieu dans un autoclave validé à 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Le milieu doit atteindre une température de 121 °C pendant au moins 15 minutes. Reportez-vous au protocole de stérilisation des médias.
  3. Distribuez le milieu comme vous le souhaitez. Le milieu préparé peut présenter un léger précipité.

Toutes les préparations de milieu doivent être conservées à 0-5 °C. Conserver le milieu sec à température ambiante (inférieure à 30 °C). La poudre déshydratée doit être blanche, homogène et fluide. La détérioration du milieu en poudre peut être reconnue par : 1) granulation, agglutination ou matière particulaire dans toute la poudre 2) changement de pH 3) incapacité à favoriser la croissance lorsqu'il est correctement utilisé.

Base de bouillon Luria, Miller, LB (L1900)
Base de gélose Luria, Miller, LB (L2025)

Luria Broth et Agar sont des milieux utilisés pour la culture de bactéries utilisées dans les études de biologie moléculaire. Les étapes de base pour préparer ces produits sont énumérées ci-dessous :

  1. Suspendre la quantité appropriée de poudre dans 1 litre d'eau distillée/déionisée. Dissoudre le milieu gélosé en chauffant à ébullition.
  2. Stériliser le milieu dans un autoclave validé à 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Le milieu doit atteindre une température de 121 °C pendant au moins 15 minutes. Reportez-vous au protocole de stérilisation des médias.
  3. Distribuez le milieu comme vous le souhaitez (avant ou après l'autoclavage).

Toutes les préparations de milieu doivent être conservées à 0-5 °C. Conserver le milieu sec à température ambiante (inférieure à 30 °C). Les granulés déshydratés doivent être brun clair, homogènes et fluides. La détérioration du milieu en poudre peut être reconnue par : 1) granulation, agglutination ou matière particulaire dans toute la poudre 2) changement de pH 3) incapacité à favoriser la croissance lorsqu'il est correctement utilisé.

Bouillon d'extrait de malt (M6409)
Gélose à l'extrait de malt (M6907)

Le bouillon d'extrait de malt et la gélose sont utilisés pour l'isolement et la détection des levures et des moisissures. Les glucides présents dans ces milieux sont bien adaptés pour favoriser la croissance de nombreux champignons. Les étapes de base pour préparer ces produits sont énumérées ci-dessous :

  1. Suspendre la quantité appropriée de poudre dans 1 litre d'eau distillée/déionisée. Dissoudre le milieu gélosé en chauffant à ébullition. Évitez de surchauffer ce produit car cela pourrait entraîner un gel d'agar plus mou et un assombrissement accru du milieu.
  2. Stériliser le milieu dans un autoclave validé à 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Le milieu doit atteindre une température de 121 °C pendant au moins 15 minutes. Reportez-vous au protocole de stérilisation des médias.
  3. Distribuez le milieu comme vous le souhaitez (avant ou après l'autoclavage).

Toutes les préparations de milieu doivent être conservées à 0-5 °C. Conserver le milieu sec à température ambiante (inférieure à 30 °C). La poudre déshydratée doit être blanc cassé, homogène et fluide. La détérioration du milieu en poudre peut être reconnue par : 1) granulation, agglutination ou matière particulaire dans toute la poudre 2) changement de pH 3) incapacité à favoriser la croissance lorsqu'il est correctement utilisé.

Bouillon nutritif (N7519)
Gélose nutritive 1,5% (N4019)

Le bouillon nutritif et la gélose 1,5% sont des milieux microbiologiques à usage général pour les organismes moins exigeants. Les étapes de base pour préparer ces produits sont énumérées ci-dessous :

  1. Suspendre la quantité appropriée de poudre dans 1 litre d'eau distillée/déionisée. Dissoudre le milieu gélosé en chauffant à ébullition.
  2. Stériliser le milieu dans un autoclave validé à 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Le milieu doit atteindre une température de 121 °C pendant au moins 15 minutes. Reportez-vous au protocole de stérilisation des médias.
  3. Distribuez le milieu comme vous le souhaitez (avant ou après l'autoclavage).

Toutes les préparations de milieu doivent être conservées à 0-5 °C. Conserver le milieu sec à température ambiante (inférieure à 30 °C). La poudre déshydratée doit être beige clair, homogène et fluide. La détérioration du milieu en poudre peut être reconnue par : 1) granulation, agglutination ou matière particulaire dans toute la poudre 2) changement de pH 3) incapacité à favoriser la croissance lorsqu'il est correctement utilisé.

La gélose à l'avoine est recommandée pour la culture de champignons, en particulier pour la formation de macrospores. Les étapes de base pour préparer ce produit sont énumérées ci-dessous :

  1. Suspendre 72,5 g de poudre dans 1 litre d'eau distillée/désionisée et porter à ébullition jusqu'à dissolution complète du milieu. Agiter le milieu pour obtenir une suspension homogène.
  2. Stériliser le milieu dans un autoclave validé à 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Le milieu doit atteindre une température de 121 °C pendant au moins 15 minutes. Reportez-vous au protocole de stérilisation des médias.
  3. Distribuez le milieu comme vous le souhaitez. Agiter le milieu pendant la distribution pour obtenir un mélange uniforme.

Toutes les préparations de milieu doivent être conservées à 0-5 °C. Conserver le milieu sec à température ambiante (inférieure à 30 °C). La poudre déshydratée doit être beige, non homogène et légèrement grumeleuse. Le milieu préparé sera blanc cassé à opaque avec des particules non homogènes présentes. La détérioration du milieu en poudre peut être reconnue par : 1) granulation, agglutination ou matière particulaire dans toute la poudre 2) changement de pH 3) incapacité à favoriser la croissance lorsqu'il est correctement utilisé.

Bouillon de pomme de terre au dextrose (P6685)
Gélose pomme de terre dextrose (P2182)

Potato Dextrose Broth and Agar sont des milieux standard pour la culture de bactéries, champignons, levures et moisissures. Les étapes de base pour préparer ces produits sont énumérées ci-dessous :

  1. Suspendre la quantité appropriée de poudre dans 1 litre d'eau distillée/déionisée. Dissoudre le milieu gélosé en chauffant à ébullition.
  2. Stériliser le milieu dans un autoclave validé à 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Le milieu doit atteindre une température de 121 °C pendant au moins 15 minutes. Reportez-vous au protocole de stérilisation des médias.
  3. Distribuez le milieu comme vous le souhaitez (avant ou après l'autoclavage).

Toutes les préparations de milieu doivent être conservées à 0-5 °C. Conserver le milieu sec à température ambiante (inférieure à 30 °C). La poudre déshydratée doit être beige clair, homogène et fluide. La détérioration du milieu en poudre peut être reconnue par : 1) granulation, agglutination ou matière particulaire dans toute la poudre 2) changement de pH 3) incapacité à favoriser la croissance lorsqu'il est correctement utilisé.


Introduction

Comprendre la distribution spatiale et temporelle des macromolécules et des organites est un aspect essentiel de la biologie cellulaire. Les approches d'imagerie basées sur la microscopie permettent aux chercheurs d'analyser la localisation dynamique des composants cellulaires, les événements de remodelage membranaire, la morphologie et la fonction des organites, les caractéristiques structurelles des protéines et des complexes moléculaires et leurs réseaux d'interaction.

Les techniques d'imagerie microscopique les plus couramment utilisées emploient soit des photons (lumière) soit des électrons pour collecter des informations sur les différentes manières dont ces formes de rayonnement interagissent avec les échantillons biologiques. La microscopie optique permet l'imagerie en direct et offre des opportunités uniques pour comprendre la dynamique cellulaire dans les systèmes vivants au cours du développement, les réponses physiologiques, le cycle cellulaire, etc. Le développement de sondes fluorescentes (sondes chimiques et à base de nanoparticules, marqueurs génétiquement codés et combinaisons des deux) [1] dans le cadre de la microscopie optique a révolutionné le domaine de la biologie cellulaire. La boîte à outils des sondes fluorescentes pour l'imagerie de molécules, membranes ou organites sélectionnés est en constante expansion et amélioration. Cependant, la microscopie à fluorescence comme les autres modalités de la microscopie optique conventionnelle est limitée par sa résolution (≥200 nm en Xoui et ≥500 dans z), imposée par la diffraction de la lumière. Les techniques d'imagerie par microscopie à super-résolution (également appelée nanoscopie) telles que la microscopie à reconstruction optique stochastique (STORM), la microscopie à illumination structurée (SIM), la microscopie de localisation photoactivée (PALM) et la microscopie de localisation à photoactivation par fluorescence (FPALM) ont défié la limite de diffraction de la lumière en atteignant résolution latérale pratique dans la gamme 20–100 nm [ 2– 6]. Cependant, lorsqu'une résolution spatiale plus élevée est nécessaire, la microscopie électronique (EM) est l'option d'imagerie préférée (Fig. 1a).

(a) Comparaison des résolutions axiales obtenues par différentes approches EM 3D. ET, tomographie électronique FIB SEM, microscopie électronique à balayage à faisceau d'ions focalisés SPA, analyse de particules uniques SBF-SEM, microscopie électronique à balayage en bloc série SXT, tomographie à rayons X mous. (b) Principe général de la tomographie électronique.

(a) Comparaison des résolutions axiales obtenues par différentes approches EM 3D. ET, tomographie électronique FIB SEM, microscopie électronique à balayage à faisceau d'ions focalisés SPA, analyse de particules uniques SBF-SEM, microscopie électronique à balayage en bloc série SXT, tomographie à rayons X mous. (b) Principe général de la tomographie électronique.

La transmission conventionnelle EM (MET) peut résoudre les macromolécules cellulaires dans leur contexte cellulaire à une résolution de

1-2 nm cependant, il est souvent limité par le fait qu'il ne génère que des projections 2D et qu'il nécessite une fixation et un traitement des échantillons, ce qui peut introduire des artefacts et des changements indésirables dans la structure cellulaire.

Des reconstructions tridimensionnelles basées sur l'imagerie EM peuvent être obtenues à l'aide de différentes approches, telles que le TEM à section en série (ssTEM), dans lequel des sections en série réalisées le long d'un échantillon biologique sont imagées de manière séquentielle ou l'imagerie de surface en série dans laquelle la surface d'un bloc contenant un l'échantillon est imagé par balayage EM (SEM) lorsque des couches minces sont retirées de la surface soit par ultramicrotomie (SEM face de bloc série ou SBF-SEM) soit par fraisage avec un faisceau d'ions focalisés (FIB SEM) [ 7]. La résolution de ces approches basées sur l'imagerie en série est limitée à deux fois l'épaisseur de la section [ 8] et donc généralement limitée à

Les approches de tomographie électronique (ET) sont plutôt basées sur la collecte d'images d'un échantillon individuel sous différents angles et la combinaison des projections 2D individuelles dans une reconstruction 3D ou un tomogramme via des méthodes de Fourier ou en espace réel [ 9, 10]. L'ET d'échantillons inclus dans du plastique et la cryo-ET de matériau vitrifié ont permis aux biologistes cellulaires d'imager des complexes macromoléculaires et des organites dans leur contexte cellulaire 3D natif avec une résolution axiale de 2 à 7 nm, voire plus lorsqu'ils sont combinés à des approches d'analyse d'images, telles que la moyenne sous-tomographique [ 11–13].

Dans cette revue, nous discutons des connaissances acquises grâce à l'ET d'échantillons intégrés dans du plastique ainsi que des techniques émergentes en cryo-ET. Nous discutons également d'autres méthodologies qui utilisent la cryo-imagerie pour l'imagerie à mésoéchelle des cellules dans leur état natif ainsi que des limitations et opportunités actuelles pour étendre et combiner les modalités d'imagerie en biologie cellulaire végétale.

Tomographie électronique

La TE est basée sur des principes similaires à ceux de diverses techniques tomographiques utilisées en imagerie médicale telles que la tomographie axiale informatisée (imagerie CAT-scan). Dans un CAT-scan, les projections de rayons X du patient sont collectées sur 180° ou une rotation complète de 360°. Pour ET, les échantillons sont placés dans un support qui peut être incliné sous le faisceau d'électrons et les images sont collectées à des intervalles angulaires de 1 à 3°, générant un empilement de projections 2D d'une zone d'échantillon sélectionnée [14, 15] (Fig. 1b). Cependant, en raison de l'épaisseur de la section (à 60° d'inclinaison, la longueur du trajet des électrons à travers l'échantillon est le double de l'épaisseur de l'échantillon alors qu'à 70°, elle est trois fois l'épaisseur de l'échantillon) [ 8] et le fait que le porte-échantillon à des angles d'inclinaison élevés pénètre dans le trajet du faisceau, la plage angulaire en ET est généralement limitée à 60° ou 70°, ce qui entraîne un coin d'informations manquantes entre l'angle d'inclinaison maximal collecté et 90°. Il en résulte des tomogrammes avec une résolution anisotrope. Pour améliorer l'isotropie de résolution, il est possible de collecter des séries d'inclinaison le long de deux axes orthogonaux pour générer des tomogrammes à deux axes [ 16]. En règle générale, les MET à tension intermédiaire (200 à 300 kV) sont utilisés pour la collecte de données, car des tensions plus basses (par exemple 100 kV) ne fournissent pas de bonnes images de sections semi-épaisses à des angles d'inclinaison élevés.

Une fois un empilement de projections 2D collecté, les images alignées sont utilisées pour calculer un tomogramme électronique à l'aide d'algorithmes de rétroprojection pondérée [17]. La résolution et la qualité du tomogramme résultant dépendent de nombreux facteurs, notamment la conservation de l'échantillon, le grossissement et la qualité du détecteur, l'intervalle angulaire, la plage angulaire et l'épaisseur de la section [ 8].

Les reconstructions tomographiques peuvent être visualisées sous n'importe quel angle et découpées à des intervalles 50 à 100 fois plus fins que l'épaisseur de la coupe originale. Les organites et les structures d'intérêt peuvent être tracées manuellement ou automatiquement en tomographie (segmentation) pour restituer des modèles tomographiques 3D qui peuvent ensuite être utilisés pour des analyses qualitatives et quantitatives [18].

En biologie cellulaire, l'ET est appliqué à deux principaux types d'échantillons, les échantillons enrobés de plastique et les échantillons cryofixés (cryo-ET).

ET des échantillons enrobés de plastique

Dans ce cas, des sections de 150 à 300 nm d'épaisseur sont constituées de matériaux biologiques fixes et enrobés de résine. Cette approche est couramment utilisée pour les études biologiques cellulaires de tissus, d'organes et même d'organismes multicellulaires entiers. En règle générale, l'imagerie est réalisée dans un MET de 200 à 300 kV à température ambiante.

Pour la plupart des applications en biologie cellulaire, l'imagerie de sections de plastique semi-épais de plus de 300 nm entraîne une mauvaise résolution. Pour des échantillons plus volumineux, il est possible de combiner des tomogrammes en série à partir de coupes en série pour obtenir des reconstructions tomographiques de volumes cellulaires plus importants sans compromettre la résolution. Cependant, cette approche est très laborieuse, car elle nécessite la collecte minutieuse de sections en série, idéalement sur la même grille. De plus, cela conduit à un écart de 15-25 nm de matériel manquant entre les coupes en série, ce qui complique l'alignement des tomographies en série et la segmentation des structures cellulaires complexes [19]. Une approche alternative est le balayage TEM (STEM)-ET. STEM-ET peut restituer des reconstructions 3D de sections épaisses (0,5 à 1,5 m) à une résolution comparable à celle de l'ET conventionnelle de

La qualité de toute reconstruction tomographique dépend de la conservation de l'échantillon. La cryofixation, soit à l'atmosphère soit sous haute pression, suivie d'une cryo-substitution permet d'obtenir une bien meilleure préservation de la structure cellulaire que la fixation chimique. En pratique, la congélation sans endommagement détectable des cristaux de glace à pression atmosphérique ne peut être obtenue que dans des échantillons jusqu'à 10 µm d'épaisseur. Pour les spécimens plus gros jusqu'à 200 µm d'épaisseur, tels que les pointes de racines disséquées, les tissus foliaires, les graines en développement ou même les cultures de cellules végétales, une congélation à haute pression doit être utilisée [23, 24].

Les échantillons congelés à haute pression peuvent ensuite être déshydratés et fixés par le processus de congélation-substitution, dans lequel les échantillons congelés sont placés dans des cryotubes contenant des solvants avec des fixateurs à -80 ° C pendant 2 à 3 jours ou pendant quelques heures sous agitation [ 25]. Une fois l'eau congelée complètement remplacée par des solvants, les échantillons sont noyés dans de la résine et sectionnés dans un ultramicrotome. L'amélioration du contraste peut être obtenue en colorant les sections en plastique avec des réactifs contenant des métaux lourds, tels que le citrate de plomb et l'acétate d'uranyle. Après coloration des coupes, des particules d'or colloïdal de 10 ou 15 nm sont appliquées de chaque côté des coupes pour servir de repères facilitant l'alignement fin des images d'inclinaison lors de la reconstruction tomographique [ 26].

Cette approche ET fournit des informations 3D très précieuses sur les structures cellulaires, mais se heurte à certains problèmes, tels que la nécessité de fixer, de déshydrater et de noyer les échantillons dans du plastique, ce qui peut introduire des changements dans la structure cellulaire. De plus, la plupart des informations contenues dans les images proviennent des colorations denses aux électrons utilisées pour améliorer le contraste (par exemple, osmium, plomb) et non des composants cellulaires eux-mêmes.

Cryo-ET

Cryo-EM fait référence à la visualisation de molécules, d'organites ou de cellules congelées et hydratées. Les échantillons sont dans de la glace vitreuse (c'est-à-dire congelés sans cristaux de glace) et à l'état natif (ni fixés chimiquement ni colorés avec des métaux lourds), assurant la conservation structurelle la plus fidèle possible [27-30]. Il existe deux modalités principales en cryo-EM, l'analyse de particules uniques (SPA) et la cryo-ET. Pour le SPA, une fine couche d'une solution contenant des particules isolées (par exemple des protéines, des complexes moléculaires, des virus) est cryo-plongée dans de l'éthane liquide ou du propane liquide. Ces particules maintenant intégrées dans une fine couche de glace vitreuse, idéalement dans des orientations aléatoires, sont imagées dans un cryo-EM. Des milliers de particules dans les images collectées sont ensuite triées en fonction de leur orientation et moyennées en classes pour calculer des reconstructions 3D pouvant atteindre une résolution atomique ou quasi atomique [27, 31]. Différent de SPA, cryo-ET ne dépend pas de l'imagerie de milliers de structures répétitives mais il peut générer des reconstructions 3D d'objets variables tels que des organites, bien qu'à une résolution inférieure à celles obtenues par SPA. De plus, il est possible d'appliquer la cryo-ET à des cellules entières ou à des tranches de cellules, permettant l'analyse d'assemblages moléculaires et de membranes dans leur contexte cellulaire [27].

Le développement de dispositifs nouveaux et améliorés pour cryofixer et traiter des échantillons pour cryo-ET ainsi qu'une nouvelle génération de détecteurs d'électrons directs et d'algorithmes pour l'analyse d'images ont permis une véritable révolution dans le domaine de la biologie cellulaire, élargissant notre compréhension de l'architecture et de la dynamique de assemblages moléculaires dans leur contexte cellulaire natif [27, 30, 32].

Tout comme décrit pour l'ET à température ambiante, l'épaisseur de l'échantillon est un facteur limitant pour la cryo-ET car les coupes vitrées plus épaisses que 300-500 nm entraînent souvent des reconstructions tomographiques de mauvaise résolution [33]. Cela signifie que l'analyse de la plupart des cellules et tissus eucaryotes nécessite des procédures difficiles pour produire des tranches ou des lamelles congelées plus minces.

La sensibilité du matériau incrusté de glace utilisé pour la cryo-ET génère des défis importants liés à (1) la préparation/la manipulation des échantillons et (2) l'imagerie sous un faisceau d'électrons.

Préparation des échantillons pour cryo-ET

Alors que l'imagerie cryo-ET directe des cellules bactériennes [34, 35] et archéales [36], des organites eucaryotes isolés [37], des bords cellulaires et des organites dépassant du corps cellulaire principal [38] est possible, des études similaires de la plupart des cellules eucaryotes, y compris les cellules végétales, nécessitent une section ou un amincissement de l'échantillon avant l'imagerie.

La production d'échantillons minces (idéalement 300 nm d'épaisseur ou plus minces) de cellules eucaryotes congelées est un défi technique. Traditionnellement, cela a été réalisé par cryo-ultramicrotomie ou sectionnement vitrifié [39, 40]. Ici, les échantillons peuvent être vitrifiés dans un congélateur à haute pression dans des supports spécialisés en forme de dôme ou des tubes de cuivre qui peuvent ensuite être insérés dans un cryo-ultramicrotome pour être sectionnés à des températures cryogéniques. Bien qu'un certain nombre d'accessoires facilitant la manipulation des échantillons pour la coupe vitrifiée soient devenus disponibles ces dernières années [39, 41–43] (Fig. 2a–d), cette technique reste très exigeante. De plus, le sectionnement vitrifié provoque souvent des artefacts de coupe tels que des marques de couteaux, des déformations par compression et des crevasses [39, 44, 45].

Coupe vitreuse de cellules de levure. (a) Des cellules de levure congelées à haute pression sont sectionnées dans un cryo-ultramicrotome Leica UC7 avec un double micromanipulateur Diatome. 1, cryo-chambre UC7 2, dispositif de décharge électrostatique 3, micromanipulateur droit avec porte-grille 4, micromanipulateur gauche avec cheveux dorés 5, grille 6, échantillon 7, cryo-couteau. (b) Ruban de cryo-sections vitrées de 50 nm de cellules de levure congelées à haute pression. Le ruban a été fixé à la grille à l'aide d'un dispositif de décharge. (c) Cryo-sections de cellules de levure imagées à -178 °C à l'aide d'un porte-cryo 626 Gatan à entrée latérale sur un microscope cryoélectronique Tecnai F30. M, mitochondries N, noyau V, vacuole. (d) Détails d'une mitochondrie du panneau (c). Barres d'échelle : 500 nm.

Coupe vitreuse de cellules de levure. (a) Des cellules de levure congelées à haute pression sont sectionnées dans un cryo-ultramicrotome Leica UC7 avec un double micromanipulateur Diatome. 1, cryo-chambre UC7 2, dispositif de décharge électrostatique 3, micromanipulateur droit avec porte-grille 4, micromanipulateur gauche avec cheveux dorés 5, grille 6, échantillon 7, cryo-couteau. (b) Ruban de cryo-sections vitrées de 50 nm de cellules de levure congelées à haute pression. Le ruban a été fixé à la grille à l'aide d'un dispositif de décharge. (c) Cryo-sections de cellules de levure imagées à -178 °C à l'aide d'un porte-cryo 626 Gatan à entrée latérale sur un microscope cryoélectronique Tecnai F30. M, mitochondries N, noyau V, vacuole. (d) Détails d'une mitochondrie du panneau (c). Barres d'échelle : 500 nm.

Pour éliminer les artefacts de compression et minimiser la manipulation des échantillons, l'échantillon peut être aminci par fraisage cryo-focalisé SEM (cryo-FIB SEM) [46]. Ici, un faisceau d'ions gallium enlève la matière d'un spécimen vitrifié (par exemple un Chlamydomonas cellule) et laisse une fine cryo-lamelle de la cellule. Le processus de broyage est surveillé par imagerie SEM sous vide. Les échantillons restent vitreux congelés pendant le broyage du FIB [ 47]. Dans une procédure de broyage cryo-FIB-SEM typique, les cellules sont congelées par plongée sur des grilles EM et placées sur un cryo-support spécialisé dans le cryo-FIB SEM. Pour in situ fraisage cryo-lamelle (ou «amincissement sur grille»), la lamelle résultante reste attachée à la grille EM et peut être directement imagée pour cryo-ET sans autre manipulation [46]. Cependant, pour obtenir une vitrification correcte par congélation en plongée et pour éviter les dommages causés par de longs temps de broyage, les cellules traitées par cette approche doivent être plus fines que 10 m, [33]. Cela fonctionne bien pour les petites cellules (bactéries et petites cellules eucaryotes), mais ce n'est pas idéal pour les grandes cellules, les tissus et les organismes entiers. Pour les échantillons plus grands qui nécessitent une congélation à haute pression, d'autres stratégies cryo-FIB sont disponibles. Par exemple, il est possible de combiner le rognage d'échantillons congelés à haute pression par cryo-ultramicrotomie, suivi d'un fraisage cryo-FIB pour obtenir des lamelles jusqu'à 300 nm d'épaisseur utilisables pour la cryo-ET [47, 48].

Une autre approche utilise une stratégie de retrait des lamelles pour collecter des lamelles potentiellement multiples d'un organisme ou d'un tissu. Dans ce cas, à l'aide d'un micromanipulateur au sein du MEB, les lamelles vitreuses sont transférées sur une grille pour l'imagerie cryo-ET [33]. Cette technique est souvent assistée par la visualisation des zones d'intérêt par cryo-microscopie optique à fluorescence [ 49] avant le fraisage cryo-FIB et a été appliquée avec succès à Caenorhabditis elegans embryons [ 33].

Il n'y a que quelques études sur les plantes et les algues utilisant des approches cryo-ET. Le fraisage Cryo-FIB SEM a été appliqué avec succès à Chlamydomonas reinhardtii pour la cryo-ET pour visualiser l'architecture des chloroplastes [50], l'organisation des pores nucléaires [51], les revêtements COPI sur les vésicules dérivées de Golgi [52], les matrices de protéines dans les citernes de Golgi [53] et l'attache des complexes de protéasome 26S aux pores nucléaires [54] . Cependant, la plupart des cellules et tissus végétaux ne se prêtent pas à in situ broyage cryo-lamelle (à titre de référence, une racine d'Arabidopsis fait 100 µm d'épaisseur). Pour la cryo-ET des lamelles fraisées cryo-FIB, les échantillons de plantes congelées à haute pression pourraient être traités par deux approches, soit un rognage initial par cryo-ultramicrotomie suivi de in situ fraisage cryo-lamelle ou une procédure de retrait de lamelle et transfert des lamelles résultantes sur une grille pour l'imagerie.

Collecte de données et analyse d'images en cryo-ET

Les dommages causés par les radiations, le faible rapport signal/bruit et le mouvement de l'échantillon induit par le faisceau sont des facteurs majeurs limitant la résolution en cryo-EM. Des séries d'inclinaison unique sont collectées en utilisant un mode de focalisation à faible dose d'électrons et en suivant une région adjacente à la zone cible pour réduire les dommages causés par l'irradiation à la zone d'intérêt. La dose totale d'électrons d'une série d'inclinaison de ± 60° doit être calculée en considérant que chaque image doit être dérivée de seulement 1 à 2 électrons/Å 2 , ce qui entraîne souvent un mauvais rapport signal/bruit. La perte de résolution due aux dommages causés par le rayonnement peut être encore réduite en utilisant un schéma d'inclinaison dose-symétrique [ 55]. Ici, les images à faible inclinaison sont collectées au début de la série avant que les dommages causés par le rayonnement ne s'accumulent et maximisent les informations à haute résolution, tandis que les images à forte inclinaison sont collectées plus tard dans la série. Le faible rapport signal/bruit inhérent à l'imagerie à faible dose d'électrons en cryo-ET a été partiellement surmonté par (1) le développement de détecteurs plus sensibles, (2) des méthodes d'amélioration du contraste et (3) l'application de méthodes basées sur la moyenne. algorithmes de réduction du bruit (par exemple moyennage sous-tomographique en cryo-ET).

L'imagerie numérique utilisant des caméras à dispositif à couplage de charge (CCD) en TEM offre une résolution limitée car les caméras CCD ne collectent pas directement les informations transportées par les électrons. A phosphorescent scintillation screen converts the electron image to photons that are subsequently captured by the CCD camera. This electron-to-photon conversion step poses a limitation to the resolution of images captured by the CCD system. In recent years, the development of more sensitive, direct electron detection devices based on complementary metal–oxide–semiconductor (CMOS) detectors have revolutionized the field of cryo-EM [ 56]. Direct electron detectors/cameras can also improve resolution by minimizing beam-induced drift during imaging. Each tilt may be recorded in movie mode and the individual move slices can be aligned to remove sample drift.

To collect high-resolution images, the sample must be 300-nm thick or thinner to insure that enough elastically-scattered electrons that interact with the sample reach the detector. Elastically-scattered electrons interact with the sample and alter the phase of the electron wave function without energy exchange these electrons can be used for high-resolution imaging. Energy filters are often employed so that only zero-loss electrons contribute to the image. Cryo-samples thicker that 300 nm can produce inelastically scattered electron events that reduce resolution [ 33].

Since in-focus images have low contrast [ 57], frozen unstained biological samples are imaged off-focus using defocus phase contrast. This results in a phase contrast transfer function that provides selective contrast enhancement only in certain frequency ranges within the specimen [ 58]. In addition, defocus phase contrast entails a compromise between image contrast and resolution as the increased contrast results in lower resolution. To further improve contrast in cryo-EM, it is also possible to use phase plates that introduce a phase shift between the scattered and unscattered waves without the need of defocusing and over a wide range of frequencies [ 59, 60].

Averaging-based algorithms applied to cryo-ET data can improve signal-to-noise ratio and therefore, resolution. If cryo-electron tomograms contain repetitive structural features, they can be extracted, averaged and classified using algorithms similar to those used in SPA. This approach is called sub-tomogram averaging [ 11, 12]. However, different from SPA methods, sub-tomogram averaging needs to consider the anisotropic resolution inherent to ET [ 11].

Visualizing plant cells by electron tomography

In combination with other imaging and molecular techniques, the ability to resolve the 3D architecture of cellular components at the nanoscale resolution by ET and cryo-ET provides powerful insights into fundamental plant cellular processes. ET was first applied in the plant cell biology field in 2001 by the Laboratory of Andrew Staehelin at the University of Colorado in Boulder for the study of plant cytokinesis [ 61]. Since then, ET of plastic sections and a few cryo-ET studies of plant cells and algae have been published reporting on a variety of cellular structures and processes, such as preprophase band assembly [ 62– 64], phragmoplast organization [ 65] and cell plate maturation [ 66, 67] organelle dynamics during the cell cycle [ 68] Golgi and trans Golgi Network (TGN) structure and dynamics [ 53, 69– 75] and COPI coat structure on Golgi-derived vesicles [ 52] organization of the endoplasmic reticulum [ 76], its association with lipid droplets in leaves [ 77], and its contact sites with the plasma membrane [ 78] and other organelles [ 79] formation of vacuoles and endosomes/prevacuolar compartments [ 69] ultrastructural changes of plasmodesmata during development [ 80] nuclear pore structure [ 51] and associations between 26S proteasome particles and nuclear pores [ 54] the vesiculation process in multivesicular endosomes [ 81] membrane dynamics in autophagy [ 82, 83] (Fig. 3) membrane remodeling during viral infections [ 84– 86] formation and organization of thylakoid membranes [ 50, 87– 90] mitochondrial structure under iron deficiency [ 86, 91] cell wall architecture [ 92] flagellar architecture and function in Chlamydomonas [ 93, 94].

Electron tomographic reconstruction of vacuoles and prevacuolar compartment in maize endosperm cells in maize at 14 (a, a′) and 22 (b, b′) days after pollination. (a) and (a′) Tomographic slices and corresponding tomographic models of aleurone cells showing the distribution of storage protein-rich inclusions (asterisks), and intravacuolar autophagic membranes (depicted in green). LB, lipid body M, mitochondrion N, nucleus P, plastid PSV, protein storage vacuole. (b) and (b′) Tomographic reconstruction and tomographic model of an endosperm vacuole. Note the presence of a large electron-dense inclusion (asterisk), intravacuolar membranes (IM) and a globoid (GL). Bars = 500 nm in (a, a′), 100 nm (b, b′). Reprinted from Reyes et al. (2011) Plant Cell 23:769-84 (Copyright 2011 American Society of Plant Biologists).

Electron tomographic reconstruction of vacuoles and prevacuolar compartment in maize endosperm cells in maize at 14 (a, a′) and 22 (b, b′) days after pollination. (a) and (a′) Tomographic slices and corresponding tomographic models of aleurone cells showing the distribution of storage protein-rich inclusions (asterisks), and intravacuolar autophagic membranes (depicted in green). LB, lipid body M, mitochondrion N, nucleus P, plastid PSV, protein storage vacuole. (b) and (b′) Tomographic reconstruction and tomographic model of an endosperm vacuole. Note the presence of a large electron-dense inclusion (asterisk), intravacuolar membranes (IM) and a globoid (GL). Bars = 500 nm in (a, a′), 100 nm (b, b′). Reprinted from Reyes et al. (2011) Plant Cell 23:769-84 (Copyright 2011 American Society of Plant Biologists).

ET has contributed critical insights on the mechanisms underlying dynamic processes in plant and algal cells. Moreover, ET has provided evidence of novel structures whose molecular identities are not entirely known. For example, ET studies of plant cells undergoing cytokinesis revealed the occurrence of a ribosome-depleted zone around by the forming cell plate and phragmoplast mid-zone. This zone also called cell plate assembly matrix is predicted to contain factors that promote membrane fusion and stabilization of microtubule plus ends during cytokinesis [ 66]. Another example is the recent visualization of intracisternal contents in the Chamydomonas Golgi apparatus, including an array of protein linkers that maintain the narrow luminal spacing of the trans cisternae. The molecular identity of these linkers is currently unknown but it has been speculated that they promote cargo exit from the Golgi by pushing cargo to the cisterna periphery [ 53].

Another fascinating example of how a detailed analysis of the 3D architecture of an organelle is critical to understand its basic functions comes from chloroplasts and their thylakoid membranes. A model of thylakoid organization developed in the 60’s and 7’0s postulated that each grana associates with multiple, right-handed helically-arranged stroma thylakoids, with both stacked and unstacked thylakoid membranes. In the context of this model, the fact that thylakoids are a continuous membranous and lumenal system has important implications for our understanding on the light-dependent photosynthetic reactions [ 95, 96]. However, due to the complexity of the thylakoids arrays, it was challenging to fully appreciate their 3D organization. Only recently, ET studies on both plastic-embedded sections and cryofixed plant and Chlamydomonas samples were able to provide 3D structural evidence supporting the helical arrangement of thylakoid membranes [ 50, 87, 90, 95].

Because segmented tomographic models contain quantitative spatial information, it is possible to use them to calculate distances between cellular structures, changes in membrane surface area and volume of complex organelles during maturation or other cellular events captured in electron tomograms. Thus, for example, it has been estimated that in the cellularizing Arabidopsis endosperm, ∼500,000 vesicles fuse together during the assembly of an individual cell plate but 75% of the total membrane is removed from cell plates during maturation [ 61], providing a notion of the magnitude of membrane trafficking fluxes during plant cytokinesis. Tomographic models can also be used as platforms for mathematical simulations. For example, geometries derived from multivesicular endosomes undergoing vesiculation have been used for calculating diffusion of membrane proteins on endosomes [ 81].

Other tomography imaging approaches

As noted, an important constrains in ET is sample thickness, 300 nm for ET and 1.5 μm for STEM-ET. As a consequence, the analysis of a whole eukaryotic cells (5–100-μm thick) and tissues by ET requires laborious and time-consuming serial sectioning and acquisition of multiple tilt-series. An alternative tomographic approach suitable for whole cell imaging is cryo-soft X-ray tomography (cryo-SXT). Here, whole cells with a thickness of up to 15 μm can be imaged in single tomograms using soft X-ray radiation produced by a synchrotron. There is tradeoff in resolution, however, as cryo-SXT is restricted to a resolution of 25 nm. Image contrast is achieved by using the differential absorption of soft X-ray of biological molecules at the ‘water window’ (the spectral region defined by the X-ray absorption of carbon and oxygen) [ 97]. At this energy range, X-rays within this region are absorbed an order of magnitude more strongly by biological materials than by water this difference can be translated into image contrast [ 97]. Soft X-ray tomography offers some unique advantages: the samples are in a frozen-hydrated state so there is no need for fixation and embedding, and it can be imaged directly without staining with heavy metals. In addition, as samples can be freely rotated under the soft X-ray beam, the derived tomographic reconstructions do not suffer from the missing wedge of information as seen in ET. X-ray tomography has been applied to the analysis of intact Chlamydomonas cells [ 98].

Perspectives d'avenir

The field of ET has undergone amazing changes in the last decade, with new approaches for direct visualization of frozen-hydrated biological samples, the development of direct electron detectors, and methods for fully automated collection of tilt series. On the sample preparation side, there are three areas that offer new exciting possibilities for the plant cell biology field: (a) new and improved approaches to generate thin lamellas from high-pressure frozen tissues (b) correlative light and cryo-electron microscopy methods to map the location of fluorescent signals into cryo-EM images and (c) the development of genetically-encoded EM-tags.

As mentioned above, the application of cryo-ET to plant cells and tissues will require either cryo-ultramicrotomy followed by in situ cryo-lamella or cryo-lamella lift-out approaches. Although these two approaches remain technically challenging at present and restricted to a few laboratories with the required expertise, the development of new accessories and micromanipulators are making these methods more broadly accessible.

The imaging of vitreous cryo-lamellas [ 33] and cryo-sections [ 99] by cryo-fluorescent microscopy makes possible the integration of light and electron microscopy data. This approach called correlative light and cryo-electron microscopy (cryo-CLEM) entails the visualization of fluorescent signals (e.g. fluorescently-tagged proteins) in vitrified cells using a light microscope. The vitrified specimen is kept in a specialized cryo-stage at cryogenic temperatures during fluorescence imaging. The location of the fluorescence signal is registered to identify regions of interest that can be later mapped in cryo-sections or cryo-lamellas for cryo-ET imaging [ 100, 101].

One of the most challenging tasks in ET is the identification of molecules and protein complexes within the tomographic reconstructions. One approach for protein identification is the development of genetically-encoded, electron-dense protein tags that can be visualized by TEM. Although a robust and general tag for EM detection has not been developed yet, some peptides based on metallothionein, a small protein of

60 amino acids that can bind

20 gold atoms, seem to hold some promise [ 102, 103]. In addition, other tags that can be visualized by both light and electron microscopy (CLEM tags) are constantly being developed. Many of them use diaminobenzidine (DAB) to induce electron-dense precipitates through polymerization either using peroxidase activity [ 104– 106] or photo-oxidation [ 107, 108]. However, DAB needs to be introduced into the biological samples in the presence of detergents and often results into a diffuse precipitates. A newly developed CLEM tag called FerriTag [ 109] is based on the ability of ferritin particles to sequester iron atoms and can be induced to oligomerize with the protein of interest using the FK506-binding protein (FKBP)–rapamycin–FRB (FKBP-rapamycin binding) heterodimerization system [ 110]. FerriTag consists of an untagged ferritin light chain and FRB–mCherry–ferritin heavy chain and needs to be co-expressed with the protein of interest fused to FKBP-GFP. In the presence of rapamycin, the FKBP and FRB domains heterodimerize and the target protein becomes FerriTagged. So far, this tag has only been tested in mammalian cells resulting in tightly defined electron densities ideal for nanoscale mapping of protein distribution. However, although FerriTag offers some advantages compared with DAB-based CLEM tags, it is also limited in its application since it may not be compatible with iron-sensitive systems and it is only effective when the FKBP and the FRP domains are in the same subcellular compartment.


Steph's Nature and Science A Resource for Middle School Science

1. A cell is the basic unit of structure and function in living things.

2. he cell performs all of the life functions

3. A living thing can be as small as a single cell as in bacteria.

4. A living thing can also have millions of cells, each with a different job as in a human.

La théorie cellulaire

1.All living things are made up of one or more cells.

2.Cells are the smallest living thing, the basic unit of structure and function in living things.

3.Cells are made from other cells.

Animal Cell

Click or Tap on the name of the animal cell part to find out its function, or job.

Image Credit: Mariana Ruiz Villarreal LadyofHats Public Domain,https://commons.wikimedia.org/w/index.php?curid=8152599

Cellule de plante

Click or Tap on the name of the plant cell part to find out its function, or job.

Image Credit : By Science Primer (National Center for Biotechnology Information). Vectorized by Mortadelo2005. - SVG version of Image:Celltypes.png., Public Domain, https://commons.wikimedia.org/w/index.php?curid=2145991

Compare and Contrast the Plant and Animal Cell

1. Plant cells are rectangle shaped, Animal cells are more of a circle shape shape.

2. Plant cells are arranged in a grid, kind of like bricks . Animal cells are all smooched together.


Résumé

Plant cells encase themselves within a complex polysaccharide wall, which constitutes the raw material that is used to manufacture textiles, paper, lumber, films, thickeners and other products. The plant cell wall is also the primary source of cellulose, the most abundant and useful biopolymer on the Earth. The cell wall not only strengthens the plant body, but also has key roles in plant growth, cell differentiation, intercellular communication, water movement and defence. Recent discoveries have uncovered how plant cells synthesize wall polysaccharides, assemble them into a strong fibrous network and regulate wall expansion during cell growth.


Hormonal Influences

Many aspects of differentiation are controlled by les hormones . The hormone auxin, for example, plays an important role in the differentiation of vessel elements, both in intact and wounded plants. This role was first demonstrated in experiments where small incisions were made in stem internodes that cut though the phloem and xylem of a single vascular bundle. Auxin produced by the apical meristem and young leaves above the wound induces parenchyma cells to regenerate the damaged vascular tissue. Parenchyma cells undergo transdifferentiation.

Although they already had differentiated as parenchyma cells from ground meristem precursors, they now repeat the steps that procambial cells take when they differentiate as vessel elements. Cells are induced to do this in a chainlike pattern, so that a new continuous strand of vascular tissue is formed as a detour around the original incision. Scientists know that auxin is involved, since transdifferentiation is blocked when the sources of natural auxin (young leaves and buds) are removed or when auxin transport inhibitors are applied. If natural sources of auxin are removed, and artificial sources added, transdifferentiation of parenchyma cells will occur, regenerating the vascular bundle.


Biologie 171

À la fin de cette section, vous serez en mesure d'effectuer les opérations suivantes :

  • Describe the cytoskeleton
  • Compare the roles of microfilaments, intermediate filaments, and microtubules
  • Compare and contrast cilia and flagella
  • Summarize the differences among the components of prokaryotic cells, animal cells, and plant cells

If you were to remove all the organelles from a cell, would the plasma membrane and the cytoplasm be the only components left? No. Within the cytoplasm, there would still be ions and organic molecules, plus a network of protein fibers that help maintain the cell’s shape, secure some organelles in specific positions, allow cytoplasm and vesicles to move within the cell, and enable cells within multicellular organisms to move. Collectively, scientists call this network of protein fibers the cytoskeleton . There are three types of fibers within the cytoskeleton: microfilaments, intermediate filaments, and microtubules ((Figure)). Here, we will examine each.


Microfilaments

Des trois types de fibres protéiques du cytosquelette, les microfilaments sont les plus étroits. They function in cellular movement, have a diameter of about 7 nm, and are comprised of two globular protein intertwined strands, which we call actin ((Figure)). For this reason, we also call microfilaments actin filaments.


ATP powers actin to assemble its filamentous form, which serves as a track for the movement of a motor protein we call myosin. This enables actin to engage in cellular events requiring motion, such as cell division in eukaryotic cells and cytoplasmic streaming, which is the cell cytoplasm’s circular movement in plant cells. L'actine et la myosine sont abondantes dans les cellules musculaires. Lorsque vos filaments d'actine et de myosine glissent l'un sur l'autre, vos muscles se contractent.

Les microfilaments fournissent également une certaine rigidité et forme à la cellule. Ils peuvent se dépolymériser (se désassembler) et se reformer rapidement, permettant ainsi à une cellule de changer de forme et de se déplacer. Les globules blancs (les cellules de votre corps qui combattent les infections) font bon usage de cette capacité. They can move to an infection site and phagocytize the pathogen.

To see an example of a white blood cell in action, watch white blood cell chases bacteria a short time-lapse of the cell capturing two bacteria. Il engloutit l'un puis passe à l'autre.

Intermediate Filaments

Several strands of fibrous proteins that are wound together comprise intermediate filaments ((Figure)). Cytoskeleton elements get their name from the fact that their diameter, 8 to 10 nm, is between those of microfilaments and microtubules.


Intermediate filaments have no role in cell movement. Leur fonction est purement structurelle. They bear tension, thus maintaining the cell’s shape, and anchor the nucleus and other organelles in place. (Figure) shows how intermediate filaments create a supportive scaffolding inside the cell.

Les filaments intermédiaires constituent le groupe le plus diversifié d'éléments du cytosquelette. Several fibrous protein types are in the intermediate filaments. You are probably most familiar with keratin, the fibrous protein that strengthens your hair, nails, and the skin’s epidermis.

Microtubules

As their name implies, microtubules are small hollow tubes. Polymerized dimers of α-tubulin and β-tubulin, two globular proteins, comprise the microtubule’s walls ((Figure)). With a diameter of about 25 nm, microtubules are cytoskeletons’ widest components. They help the cell resist compression, provide a track along which vesicles move through the cell, and pull replicated chromosomes to opposite ends of a dividing cell. Like microfilaments, microtubules can disassemble and reform quickly.


Microtubules are also the structural elements of flagella, cilia, and centrioles (the latter are the centrosome’s two perpendicular bodies). In animal cells, the centrosome is the microtubule-organizing center. In eukaryotic cells, flagella and cilia are quite different structurally from their counterparts in prokaryotes, as we discuss below.

Flagella and Cilia

The flagella (singular = flagellum) are long, hair-like structures that extend from the plasma membrane and enable an entire cell to move (for example, sperm, Euglena, and some prokaryotes). When present, the cell has just one flagellum or a few flagella. However, when cilia (singular = cilium) are present, many of them extend along the plasma membrane’s entire surface. They are short, hair-like structures that move entire cells (such as paramecia) or substances along the cell’s outer surface (for example, the cilia of cells lining the Fallopian tubes that move the ovum toward the uterus, or cilia lining the cells of the respiratory tract that trap particulate matter and move it toward your nostrils.)

Despite their differences in length and number, flagella and cilia share a common structural arrangement of microtubules called a “9 + 2 array.” This is an appropriate name because a single flagellum or cilium is made of a ring of nine microtubule doublets, surrounding a single microtubule doublet in the center ((Figure)).


You have now completed a broad survey of prokaryotic and eukaryotic cell components. For a summary of cellular components in prokaryotic and eukaryotic cells, see (Figure).

Components of Prokaryotic and Eukaryotic Cells
Composant de cellule Fonction Présent chez les procaryotes ? Présent dans les cellules animales ? Présent dans les cellules végétales ?
Membrane plasma Separates cell from external environment controls passage of organic molecules, ions, water, oxygen, and wastes into and out of cell Oui Oui Oui
Cytoplasme Provides turgor pressure to plant cells as fluid inside the central vacuole site of many metabolic reactions medium in which organelles are found Oui Oui Oui
Nucléole Darkened area within the nucleus where ribosomal subunits are synthesized. Non Oui Oui
Noyau Organite cellulaire qui abrite l'ADN et dirige la synthèse des ribosomes et des protéines Non Oui Oui
Ribosomes Synthèse des protéines Oui Oui Oui
Mitochondries Production d'ATP/respiration cellulaire Non Oui Oui
Peroxysomes Oxidize and thus break down fatty acids and amino acids, and detoxify poisons Non Oui Oui
Vésicules et vacuoles Storage and transport digestive function in plant cells Non Oui Oui
Centrosome Unspecified role in cell division in animal cells microtubule source in animal cells Non Oui Non
Lysosomes Digestion of macromolecules recycling of worn-out organelles Non Oui Certains
Paroi cellulaire Protection, structural support, and maintenance of cell shape Yes, primarily peptidoglycan Non Oui, principalement de la cellulose
Chloroplastes Photosynthèse Non Non Oui
Réticulum endoplasmique Modifie les protéines et synthétise les lipides Non Oui Oui
Appareil de Golgi Modifie, trie, marque, conditionne et distribue les lipides et les protéines Non Oui Oui
Cytosquelette Maintains cell’s shape, secures organelles in specific positions, allows cytoplasm and vesicles to move within cell, and enables unicellular organisms to move independently Oui Oui Oui
Flagelles Locomotion cellulaire Certains Certains No, except for some plant sperm cells
cils Cellular locomotion, movement of particles along plasma membrane’s extracellular surface, and filtration Certains Certains Non

Résumé de la section

The cytoskeleton has three different protein element types. From narrowest to widest, they are the microfilaments (actin filaments), intermediate filaments, and microtubules. Biologists often associate microfilaments with myosin. They provide rigidity and shape to the cell and facilitate cellular movements. Les filaments intermédiaires supportent la tension et ancrent le noyau et d'autres organites en place. Les microtubules aident la cellule à résister à la compression, servent de pistes pour les protéines motrices qui déplacent les vésicules à travers la cellule et attirent les chromosomes répliqués vers les extrémités opposées d'une cellule en division. They are also the structural element of centrioles, flagella, and cilia.

Réponse libre

What are the similarities and differences between the structures of centrioles and flagella?

Centrioles and flagella are alike in that they are made up of microtubules. In centrioles, two rings of nine microtubule “triplets” are arranged at right angles to one another. This arrangement does not occur in flagella.

How do cilia and flagella differ?

Cilia and flagella are alike in that they are made up of microtubules. Cilia are short, hair-like structures that exist in large numbers and usually cover the entire surface of the plasma membrane. Flagella, in contrast, are long, hair-like structures when flagella are present, a cell has just one or two.

Describe how microfilaments and microtubules are involved in the phagocytosis and destruction of a pathogen by a macrophage.

A macrophage engulfs a pathogen by rearranging its actin microfilaments to bend the plasma membrane around the pathogen. Once the pathogen is sealed in an endosome inside the macrophage, the vesicle is walked along microtubules until it combines with a lysosome to digest the pathogen.

Compare and contrast the boundaries that plant, animal, and bacteria cells use to separate themselves from their surrounding environment.

All three cell types have a plasma membrane that borders the cytoplasm on its interior side. In animal cells, the exterior side of the plasma membrane is in contact with the extracellular environment. However, in plant and bacteria cells, a cell wall surrounds the outside of the plasma membrane. In plants, the cell wall is made of cellulose, while in bacteria the cell wall is made of peptidoglycan. Gram-negative bacteria also have an additional capsule made of lipopolysaccharides that surrounds their cell wall.

Glossaire


Engineering Perspectives in Biotechnology

2.24.4.1 Relevance of Hydromechanical Stress in Shake Flasks

Hydromechanical stress can become a decisive parameter for growth and product formation of sensitive organisms as animal or plant cell cultures . It has been reported that the morphology of filamentous organisms grown in shake flasks differs from the morphology of organisms grown in stirred-tank reactors because of the obvious differences in hydromechanical stress in both fermentation systems. 14,21,25 Pellets are used to be significantly larger in shake flasks than in stirred-tank reactors at typical operating conditions. The reason for the fundamental difference in the level of hydromechanical stress was not known until recently. It was speculated in the past that the specific power input in shake flasks is lower than in stirred tanks. However, this has been shown to be wrong (see Section 2.24.2 ). Problems often occur during scale-up of a shear-sensitive bioprocess from shake flasks to stirred reactors. 20 Consequently, a successful scale-up requires the characterization of the hydromechanical stress in shaken bioreactors. The maximum local energy dissipation rate εmax can be used to quantify the intensity of hydromechanical stress in fermentation systems. 20


Comparing Plant and Animal Cells

Identify the differences between plant and animal cells and how these differences relate to their cellular functions.

Idea for Classroom Use

Cells are the smallest functional units of life in all organisms. Ask students, do all cells look the same? Which structures might be the same in both a plant and an animal cell? Which might be different?

Have students read and discuss the Cellule de plante et Animal Cell infographics. In pairs, have students create a Venn diagram (or use the one provided) comparing and contrasting the two types of cells. When finished, have student discuss their findings as a class, summarizing the similarities and differences noted.

Ask students, how do cell structures relate to their function? One example of this is that plant cells have chloroplasts that allow them to perform photosynthesis for energy, but animal cells do not have chloroplasts since they get their energy elsewhere.

organisms that have a well-defined shape and limited growth, can move voluntarily, acquire food and digest it internally, and can respond rapidly to stimuli.

smallest working part of a living organism.

part of the cell in plants and other autotrophs that carries out the process of photosynthesis.

living or once-living thing.

process by which plants turn water, sunlight, and carbon dioxide into water, oxygen, and simple sugars.

organism that produces its own food through photosynthesis and whose cells have walls.

Media Credits

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Réalisateur

Tyson Brown, National Geographic Society

Auteur

Société géographique nationale

Production Managers

Gina Borgia, National Geographic Society
Jeanna Sullivan, National Geographic Society

Program Specialists

Sarah Appleton, National Geographic Society
Margot Willis, National Geographic Society

Dernière mise à jour

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Ressources associées

Biologie cellulaire

A cell is the smallest unit that is typically considered alive and is a fundamental unit of life. All living organisms are composed of cells, from just one (unicellular) to many trillions (multicellular). Cell biology is the study of cells, their physiology, structure, and life cycle. Teach your students about cell biology using these classroom resources.

Cell Functions

A cell is one of the building blocks of life. Cells are membrane-bound groups of organelles that work together to allow it to function. Some of the major organelles include the nucleus, mitochondria, lysosomes, the endoplasmic reticulum, and the Golgi apparatus. Plant cells also include chloroplasts, which are responsible for photosynthesis. Use these classroom resources to examine how cells function with your students.

Unicellular vs. Multicellular

Cells function differently in unicellular and multicellular organisms. A unicellular organism depends upon just one cell for all of its functions while a multicellular organism has cells specialized to perform different functions that collectively support the organism.


Voir la vidéo: différents types de cellules végétales eb6 (Mai 2022).


Commentaires:

  1. Raven

    Je partage entièrement votre avis. Il y a quelque chose à ce sujet, et c'est une bonne idée. Je suis prêt à vous soutenir.

  2. Finan

    À mon avis, vous vous trompez. Je propose d'en discuter. Envoyez-moi un e-mail en MP, nous parlerons.

  3. Samunos

    Je crois que vous faites une erreur. Discutons. Envoyez-moi un courriel à PM, nous parlerons.

  4. Rani

    Je pense qu'il a tort. Je suis sûr. Nous devons discuter. Écrivez-moi dans PM, parlez.

  5. Gary

    Respect à l'auteur et merci beaucoup !!!



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