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5.8 : 5.8 Répartition des acides gras - Biologie


La lipase hormono-sensible dans le tissu adipeux hydrolyse la graisse stockée dans ces cellules en glycérol et en acides gras. Le glycérol peut entrer dans le cycle glycolytique via la conversion en phosphate de dihydroxyacétone (une conversion en deux étapes utilisant la glycérol kinase et la glycérol-3-phosphate déshydrogénase). Les acides gras sont sécrétés par les cellules adipeuses dans la circulation sanguine où ils se lient à une protéine porteuse, l'albumine. Ce complexe peut ensuite être amené à l'intérieur d'autres cellules par endocytose, où ils peuvent être décomposés en source d'énergie.

La dégradation des acides gras se produit par β-oxydation à l'intérieur de la matrice mitochondriale (Figure (PageIndex{14})).

Puisque la membrane mitochondriale interne est imperméable aux acides gras libres à longue chaîne, ils doivent d'abord être activés en acyl-CoA gras et liés à la carnitine, un dérivé d'acide aminé synthétisé à partir de la méthionine et de la lysine (voir Figure (PageIndex{15} )). La première étape est réalisée par l'une d'une famille d'enzymes appelées acyl-CoA synthétases ou thiokinases, et nécessite l'hydrolyse de la coenzyme A et de l'ATP. Ces réactions se produisent soit sur la surface cytoplasmique de la membrane externe mitochondriale, soit sur le réticulum endoplasmique, où les acyl-CoA synthétases sont intégrées. Dans la deuxième réaction, la carnitine palmitoyl-transférase I à l'extérieur de la membrane mitochondriale interne lie la chaîne acyle à la carnitine, libérant du CoA. L'acyl-carnitine est transportée dans la matrice mitochondriale où la carnitine palmitoyltransférase II libère la chaîne acyle gras de la carnitine et la rattache à une molécule de CoA.

Les syndromes de carence en carnitine peuvent survenir lorsqu'il existe soit une mutation dysfonctionnelle de la carnitine palmitoyltransférase, soit une carence sévère en carnitine intracellulaire. Étant donné que la majeure partie de la carnitine dans le corps se trouve dans le muscle cardiaque et volontaire, les symptômes habituels sont une faiblesse musculaire et des arythmies cardiaques, ainsi qu'une hypocétose. Chez les nouveau-nés, les arythmies peuvent entraîner la mort. La supplémentation en carnitine est un traitement efficace de la carence systémique en carnitine due à un faible apport en carnitine ou à des défauts du transporteur de carnitine intégré dans les membranes cellulaires. Cependant, si le défaut est dans la palmitoyltransférase, la supplémentation sera infructueuse.

La carnitine est largement vendue comme complément alimentaire pour augmenter la perte de poids en améliorant le catabolisme des graisses. L'idée de base est évidente : la carnitine est nécessaire pour la dégradation des acides gras à longue chaîne, donc plus de carnitine = plus de graisse brûlée. Cependant, cela n'est vrai que si les niveaux de carnitine sont inférieurs aux niveaux de saturation pour les palmitoyltransférases. Étant donné que 75 % de la carnitine dans le corps doit être ingérée (seulement 25 % sont synthétisés), il s'agit d'une possibilité légère, selon le régime alimentaire. Actuellement, la communauté biomédicale n'est pas parvenue à un consensus sur l'efficacité de la supplémentation en carnitine sur l'oxydation des acides gras chez les personnes suffisamment carnitines.

Dans la matrice mitochondriale, la -oxydation se produit en quatre étapes pour donner une chaîne acyl-CoA qui est raccourcie de deux carbones, et un acétyl-CoA qui peut ensuite entrer dans le TCA. Le fait référence au deuxième carbone le plus proche de celui attaché au CoA. La liaison qui sera rompue est la liaison entre les carbones α et . Tous les acides gras pairs, entièrement saturés, peuvent ainsi être complètement oxydés. La présence de doubles liaisons dans les acides gras insaturés introduit des complications dans ce processus qui doivent être traitées en utilisant des enzymes supplémentaires qui déplacent la double liaison ou la suppriment.

La plupart des animaux et des plantes génèrent des acides gras pairs ; cependant, certains animaux marins (par exemple l'éperlan, le mulet) et certaines plantes et bactéries synthétisent également des acides gras à chaîne impaire. Les mêmes enzymes responsables de l'oxydation des acides gras pairs peuvent également gérer les acides gras impairs, sauf que la dégradation finale donne du propionyl-CoA au lieu de l'acétyl-CoA.

Le propionyl-CoA est converti en succinyl-CoA par une série de trois enzymes : la propionyl-CoA carboxylase, la méthylmalonyl-CoA racémase et la méthylmalonyl-CoA mutase. Le succinyl-CoA pourrait théoriquement entrer dans le cycle TCA, mais rappelons que le succinyl-CoA est simplement recyclé et jamais réellement consommé par le cycle TCA. Ainsi, pour que le succinyl-CoA contribue aux besoins énergétiques de la cellule, il doit d'abord être converti en malate (étapes 6-8 du cycle du TCA), qui est ensuite converti en pyruvate par l'enzyme malique, également appelée décarboxylation. malate déshydrogénase. Le pyruvate peut alors entrer et être consommé par le cycle du TCA.

Vitamine B12, ou 5'-désoxyadénosylcobalamine, est un composant coenzyme de la méthylmalonyl-CoA mutase, mais il n'est fabriqué ni par les plantes ni par les animaux. Il n'est fabriqué que par certaines bactéries, dont certaines vivent dans le tractus intestinal des herbivores. Les herbivores absorbent ainsi le B12 pour leur usage, et les carnivores obtiennent leur B12 de manger des herbivores. Défauts de la méthylmalonyl-CoA mutase ou carence sévère en vitamine B12 (le plus souvent chez les végétariens) peut entraîner une acidurie/acidémie au méthymalonyle, qui peut être fatale chez les nourrissons non traités en raison de l'acidose. Cependant, selon la cause, il peut être traité avec de fortes doses de B12 et/ou en évitant les graisses alimentaires à chaîne impaire et les protéines riches en isoleucine, leucine ou méthionine, qui se catabolisent également en propionyl-CoA. L'anémie pernicieuse, dans laquelle les patients âgés ont généralement de très faibles taux de globules rouges et d'hémoglobine, ainsi qu'une neurodégénérescence, est également liée à B.12. Cependant, elle n'est généralement pas due à une carence en vitamines, mais plutôt à une sécrétion insuffisante de facteur intrinsèque, qui lie B12 dans l'estomac, puis est introduit dans les cellules intestinales par endocytose médiée par des récepteurs.

En plus de l'oxydation dans les mitochondries, les acides gras subissent également une β-oxydation dans les peroxysomes. Cependant, généralement, l'oxydation dans les peroxysomes est limitée, et le but est de raccourcir les acides gras longs en vue de la dégradation finale dans les mitochondries.

En plus des acides gras à chaîne unique les plus courants, les cellules rencontreront également des acides gras ramifiés, qui bloquent la -oxydation si le groupe alkyle se trouve sur le carbone β. Dans ces cas, l'acide phytanique par exemple, une oxydation est nécessaire pour générer un intermédiaire avec le groupe alkyle sur le carbone a. Ceci est ensuite suivi d'une -oxydation jusqu'à la fin.

Enfin (concernant le catabolisme des acides gras), il faut noter que dans le foie notamment, une grande partie de l'acétyl-CoA généré par l'oxydation des acides gras n'entre pas dans le cycle du TCA. Au lieu de cela, il est converti en acétoacétate ou D-β-hydroxybutyrate, qui, avec l'acétone, sont connus, un peu bizarrement, sous le nom de corps cétoniques. Ces molécules sont solubles dans l'eau et transportées dans la circulation sanguine en tant que sources d'énergie pour une variété de tissus, y compris le cerveau, qui n'utilise généralement que le glucose comme carburant car les acides gras ne peuvent pas traverser la barrière hémato-encéphalique. Cependant, les corps cétoniques peuvent pénétrer et sont utilisés par les cellules du cerveau dans des conditions de famine.

L'acidocétose est une affection dans laquelle les corps cétoniques sont produits beaucoup plus rapidement qu'ils ne sont utilisés. Cela conduit à une accumulation de molécules dans la circulation sanguine, ce qui abaisse le pH, car les molécules sont acides. Un diagnostic facile de l'acidocétose est une odeur douce quelque peu fruitée (d'acétone) sur l'haleine. Cette condition peut être une indication de diabète, mais peut également survenir lorsqu'une personne suit un régime riche en graisses/faible teneur en glucides. Lorsque le métabolisme du corps n'utilise pas le glucose/les glucides comme principale source de nourriture pour l'une ou l'autre raison, la graisse est utilisée à la place, ce qui augmente la production de corps cétoniques. Si elle n'est pas traitée, une acidocétose sévère peut entraîner des dommages cellulaires à mesure que le sang s'acidifie, et une compensation par une expiration accrue de dioxyde de carbone et entraîner une insuffisance respiratoire chez les individus sensibles.


L'état de jeûne

À jeun (parfois appelé état post-absorption, car il commence environ 4 à 5 heures après un repas, lorsque les produits de la digestion ont été absorbés), les carburants métaboliques entrent dans la circulation à partir des réserves de glycogène, de triacylglycérol et de protéines déposées. vers le bas à l'état alimenté (Figure 5.7).

Au fur et à mesure que la concentration de glucose et d'acides aminés dans le sang porte diminue, la sécrétion d'insuline par les cellules P du pancréas diminue et la sécrétion de glucagon par les cellules a augmente. Le glucagon a deux actions principales :

  • Stimulation de la dégradation du glycogène en glucose 1-phosphate dans le foie, entraînant la libération de glucose dans la circulation. Comme discuté dans la section 5.5.3.1, le glycogène musculaire ne peut pas être utilisé directement comme source de glucose libre.
  • Stimulation de la synthèse du glucose à partir des acides aminés dans le foie et les reins (le processus de la néoglucogenèse section 5.7).

Dans le même temps, la diminution de la sécrétion d'insuline entraîne :

  • un taux réduit d'absorption du glucose dans le muscle
  • un taux réduit de synthèse des protéines, de sorte que les acides aminés issus du catabolisme des protéines (section 9.1.1) soient disponibles pour la gluconéogenèse
  • soulagement de l'inhibition de la lipase hormono-sensible dans le tissu adipeux, conduisant à la libération d'acides gras non estérifiés.

Le problème métabolique à jeun est que le cerveau dépend largement du glucose comme carburant métabolique, et les globules rouges (qui manquent de mitochondries) ne peuvent utiliser aucun carburant métabolique autre que le glucose. Par conséquent, les tissus qui peuvent utiliser

Figure 5.7 Vue d'ensemble du métabolisme à jeun.

Figure 5.7 Vue d'ensemble du métabolisme à jeun.

d'autres carburants le font, afin d'épargner du glucose pour le cerveau et les globules rouges. Tous les métabolites pouvant être utilisés pour la néoglucogenèse seront utilisés pour compléter la quantité relativement faible de glucose disponible à partir des réserves de glycogène - les réserves totales de glycogène du foie et des muscles ne répondraient aux besoins que pendant 12 à 18 heures. Les principaux substrats de la néoglucogenèse sont les acides aminés (sections 5.7 et 9.3.2) et le glycérol du triacylglycérol. Comme discuté dans la section 5.7, les acides gras ne peuvent jamais être des substrats pour la néoglucogenèse.

Les tissus autres que les globules rouges peuvent utiliser les acides gras comme carburant métabolique, mais seulement dans une mesure limitée, et pas assez pour couvrir complètement leurs besoins énergétiques. En revanche, le foie a une plus grande capacité d'oxydation des acides gras que ce qui est nécessaire pour satisfaire ses propres besoins énergétiques. Par conséquent, à jeun, le foie synthétise des corps cétoniques (acétoacétate et P-hydroxybutyrate section 5.5.3), qu'il exporte vers d'autres tissus pour être utilisés comme carburant métabolique.

Le résultat de ces changements métaboliques à jeun est illustré à la figure 5.8. La concentration plasmatique de glucose chute quelque peu mais est maintenue par le jeûne jusqu'à la famine en raison de la néoglucogenèse. La concentration d'acides gras libres dans le plasma augmente à jeun, mais n'augmente pas davantage en cas de famine, tandis que la

Figure 5.8 Concentrations plasmatiques de carburants métaboliques dans les états nourris et à jeun et dans la famine.

Figure 5.8 Concentrations plasmatiques de carburants métaboliques dans les états nourris et à jeun et dans la famine.

la concentration de corps cétoniques augmente continuellement à travers le jeûne jusqu'à la famine. Après environ 2-3 semaines de famine, la concentration plasmatique des corps cétoniques est suffisamment élevée pour qu'ils constituent un carburant important pour le cerveau, bien qu'insuffisant pour répondre à tous les besoins énergétiques du cerveau - cela signifie qu'en cas de famine prolongée, il y a une réduction de la quantité de protéine tissulaire qui doit être catabolisée pour la néoglucogenèse.


Acides gras insaturés

Les acides gras insaturés ont une ou plusieurs doubles liaisons carbone-carbone. Le terme insaturé indique que moins que le nombre maximum possible d'atomes d'hydrogène sont liés à chaque carbone dans la molécule. Le nombre de doubles liaisons est indiqué par le nom générique—monoinsaturés pour les molécules avec une double liaison ou polyinsaturé pour les molécules avec deux ou plusieurs doubles liaisons. L'acide oléique est un exemple d'acide gras monoinsaturé. Les acides gras monoinsaturés représentatifs communs ainsi que leurs noms et sources typiques sont répertoriés dans le tableau. Le préfixe cis-9 au nom systématique d'acide palmitoléique désigne que la position de la double liaison est comprise entre les carbones 9 et 10. Deux conformations possibles, cis et trans, peut être prise par les deux CH2 groupes immédiatement adjacents aux carbones à double liaison. Dans le cis configuration, celle qui se produit dans tous les acides gras insaturés biologiques, les deux carbones adjacents se trouvent du même côté des carbones à double liaison. Dans le trans configuration, les deux carbones adjacents se trouvent sur les côtés opposés des carbones à double liaison.

Acides gras monoinsaturés courants
nom banal nom systématique nombre de carbones dans la chaîne sources typiques
acide palmitoléique acide cis-9-hexadécénoïque 16 algues marines, huile de pin
l'acide oléique acide cis-9-octadécénoïque 18 tissus animaux, huile d'olive
acide gadoléique acide cis-9-eicosénoïque 20 huiles de poisson (cabillaud, sardine)
acide érucique acide cis-13-docosénoïque 22 l'huile de colza
acide nervonique acide cis-15-tétracosénoïque 24 requins, tissu cérébral

Les acides gras contenant plus d'une double liaison carbone-carbone (acides gras polyinsaturés) se trouvent en quantités relativement mineures. Les multiples doubles liaisons sont presque toujours séparées par un CH2 groupe (―CH2CH=CH―CH2CH=CH―CH2―), un motif d'espacement régulier qui est le résultat du mécanisme de biosynthèse par lequel les doubles liaisons sont introduites dans la chaîne hydrocarbonée. Le tableau répertorie les acides gras polyinsaturés les plus courants, linoléiques et arachidoniques, ainsi que plusieurs moins courants. Acide arachidonique (C20) présente un intérêt particulier en tant que précurseur d'une famille de molécules, les eicosanoïdes (du grec eikosi, « vingt »), qui comprend les prostaglandines, les thromboxanes et les leucotriènes. Ces composés, produits par les cellules dans certaines conditions, ont de puissantes propriétés physiologiques, comme expliqué dans la section Messagers intracellulaires et extracellulaires. Les animaux ne peuvent pas synthétiser deux acides gras importants, l'acide linoléique (un acide gras oméga-6) et l'acide alpha-linolénique (un acide gras oméga-3), qui sont les précurseurs des eicosanoïdes et doivent donc les obtenir dans l'alimentation à partir de sources végétales. . Pour cette raison, ces précurseurs sont appelés acides gras essentiels.

Acides gras polyinsaturés courants
nom banal nom systématique nombre de carbones dans la chaîne sources typiques
l'acide linoléique acide cis-9-, cis-12-octadécadiénoïque 18 huile de maïs, tissus animaux, bactéries
acide linolénique acide cis-9-, cis-12-, cis-15-octadécatriénoïque 18 tissus animaux
acide 5,8,11-eicosatriénoïque 20
Acide 8,11,14-eicosatriénoïque 20 tissu cérébral
acide 7,10,13-docosatriénoïque 22 phospholipides
Acide 8,11,14-docosatriénoïque 22
l'acide arachidonique acide 5,8,11,14-eicosatétraénoïque 20 foie, tissu cérébral
acide 4,7,10,13-docosatetraénoïque 22 tissu cérébral
acide 4,7,10,13,16,19-docosahexaénoïque 22 tissu cérébral

Trans les acides gras polyinsaturés, bien qu'ils ne soient pas produits par biosynthèse par les mammifères, sont produits par des micro-organismes présents dans l'intestin des ruminants tels que les vaches et les chèvres, et ils sont également produits synthétiquement par hydrogénation partielle de graisses et d'huiles dans la fabrication de la margarine (dite trans graisses). Il est prouvé que l'ingestion de trans les graisses peuvent avoir des effets métaboliques délétères.


Formation de leucotriène B par les neutrophiles de rats déficients en acides gras essentiels

L'analyse des phospholipides neutrophiles de rats nourris avec un régime pauvre en acides gras essentiels a révélé une réduction de 33 % de l'arachidonate et une réduction de 90 % du linoléate par rapport aux phospholipides neutrophiles des rats nourris avec un régime normal. Les phospholipides de neutrophiles de rats nourris avec un régime pauvre en acides gras essentiels contenaient également des quantités importantes de 5,8,11-eicosatriénoate, un acide gras que l'on ne trouve pas dans les neutrophiles de rats nourris avec un régime normal. L'analyse de la production de leucotriènes de la série B par les neutrophiles stimulés par les ionophores de rats nourris avec un régime pauvre en acides gras essentiels a révélé une réduction de 87 % du leucotriène B4 par rapport aux neutrophiles de rats nourris avec un régime normal même si la teneur en arachidonate a été réduite de seulement 34%. Les neutrophiles déficients en acides gras essentiels ont converti l'acide 5,8,11-eicosatriénoïque endogène en leucotriène A3 et ses produits de dégradation non enzymatiques, mais peu ou pas de leucotriène B3 s'est formé. Les neutrophiles de rats nourris avec un régime normal incubé avec des ionophores et du 5,8,11-eicosatriénoate exogène ont également produit du leucotriène A3 et ses produits de dégradation non enzymatiques mais peu ou pas de leucotriène B3. Le 5,8,11-eicosatrienoate exogène incubé avec des neutrophiles normaux stimulés par des ionophores a provoqué une inhibition dose-dépendante de la leucotriène A hydrolase entraînant une diminution de la production de leucotriène B4 à partir de l'arachidonate endogène. Les dosages de la leucotriène A hydrolase dans la fraction surnageante de 10 000 X g d'un homogénat de cellules RBL-1 ont révélé qu'un métabolite lipoxygénase du 5,8,11-eicosatriénoate plutôt que le 5,8,11-eicosatriénoate lui-même est l'inhibiteur de la leucotriène A hydrolase . Ainsi, la découverte que la production de leucotriène B4 par les neutrophiles de rats déficients en acides gras essentiels est diminuée de manière disproportionnée par rapport à la diminution de la teneur en arachidonate semble être due à l'inhibition de la leucotriène A hydrolase par un métabolite de la lipoxygénase.


L'acide 12(S)-hydroxy-5,8,10 (Z,E,E)-heptadécatriénoïque (HHT) est préférentiellement métabolisé en son dérivé 12-céto par les érythrocytes humains in vitro

Le métabolisme de l'acide 12 (S)-hydroxy-5,8,10 (Z,E,E)-heptadécatriénoïque (HHT) marqué au [1-14C] par les fractions brutes de 15-hydroxyprostaglandine déshydrogénase (PGDH) provenant de reins de porcs et humains érythrocytes a été étudiée. L'analyse par radiochromatographie HPLC a révélé que le HHT était largement converti en trois métabolites par le cytosol de rein de porc en présence de NAD+. Ils ont été identifiés par spectrométrie de masse GLC combinée comme étant l'acide 12-céto-5,8,10 (Z,E,E)-heptadécadiénoïque (KHT), l'acide 12-céto-5,8 (Z,E)-heptadécadiénoïque et 12 ( Acide RS)-hydroxy-5,8 (Z,E)-heptadécadiénoïque, respectivement. En revanche, le HHT n'a été métabolisé qu'en dérivé 12-céto par le cytosol érythrocytaire humain supplémenté en NADP+, et le renouvellement du HHT s'est avéré être plusieurs fois amélioré par rapport aux prostaglandines E2 (PGE2) ou F2 alpha. Étant donné que la PGE2 a également été convertie uniquement en 15-céto-PGE2 et qu'aucun métabolisme de KHT n'a été détecté avec le NADPH, il n'y a probablement pas d'activité de 15-cétoprostaglandine delta 13-réductase dans les érythrocytes humains. Le KHT biosynthétique (0,5 à 5 microM) a inhibé l'agrégation des plaquettes humaines à presque tous les agonistes, probablement en augmentant l'AMPc intracellulaire. Le KHT (entre 0,01 et 1 microM) a également induit la chimiotaxie des leucocytes polymorphonucléaires humains. Parmi d'autres effets encore méconnus, ces activités biologiques de KHT peuvent avoir une signification physiologique en ce qui concerne sa formation présumée exclusive dans le sang. L'utilisation potentielle de KHT pour surveiller l'activité de la thromboxane synthase in vivo est discutée.


Hormones de la reproduction

3 Prostaglandines

Les prostaglandines constituent un groupe d'acides gras insaturés à 20 carbones avec des poids moléculaires généralement compris entre 300 et 400 (tableau I). Les prostaglandines ne sont pas des hormones au sens strict et les expressions « parahormones » ou « hormones locales » ont été utilisées. En effet, les prostaglandines ne sont sécrétées par aucune glande en particulier et la demi-vie biologique des prostaglandines est généralement extrêmement courte, ne permettant, dans la plupart des cas, qu'une action locale. En réalité, plusieurs prostaglandines différentes se trouvent dans un certain nombre de types de tissus de mammifères. Une prostaglandine libérée de l'utérus, la prostaglandine F, joue un rôle important dans la régulation des cycles de reproduction chez les espèces domestiques par le contrôle de l'activité lutéale chez les animaux non gravides. Les structures de la prostaglandine F et son principal métabolite, la 15-céto-13,14-dihydroprostaglandine F, sont donnés dans la Fig. 2 .


Les Eicosanoïdes

6 voies du cytochrome P450 et de l'époxygénase

L'AA peut être métabolisé en une série de produits caractérisés par l'introduction d'un seul atome d'oxygène pour former trois types différents de produits initiaux catalysés par diverses oxydases à fonction mixte du cytochrome P450 (Figure 14) (Imig, 2012). Les trois classes de produits comprennent une série de HETE formés par un mécanisme d'oxydation allylique résultant en une famille de diènes conjugués isomères aux produits réduits d'une réaction LO. Les métabolites P450 formés par ce mécanisme ont été caractérisés en tant que 5-, 8-, 9, 11-, 12- et 15-HETE (Figure 14, schéma réactionnel intermédiaire), dont certains sont épimères des produits catalysés par LO. Une deuxième classe de réactions implique l'oxydation de la région de la chaîne alkyle terminale de l'AA avec placement d'un groupe hydroxyle entre l'atome de carbone terminal (ω) à travers la position ω-4 avec formation d'une famille de mono-HETE ω-oxydés tels que 20 -20-HETE (Figure 14, schéma réactionnel de gauche). L'insertion d'oxygène dans la liaison carbone-carbone entraîne la formation d'une famille de régio-isomères cis-acides époxyeicosatriénoïques (EET) dont la voie générale, la voie époxygénase, a été nommée (Figure 14, schéma réactionnel de droite). Ces régio-isomères comprennent les 14,15-, 11,12-, 8,9- et 5,6-EET, qui peuvent être formés soit sous la forme d'un R,S ou la S,R énantiomère.

Graphique 14 . Métabolisme de l'acide arachidonique par les enzymes du cytochrome P450 et formation de trois familles de métabolites structurellement distinctes. La -oxydation conduit à une famille de produits ω à -4 comprenant le 20-HETE (ω-oxydation) et le 19-HETE ( oxidation-oxydation). Le mécanisme de type lipoxygénase du métabolisme du cytochrome P450 conduit à la formation de six diénols conjugués différents, pour lesquels les structures de quatre sont indiquées. Un métabolite P450 de type lipoxygénase biologiquement actif unique est le 12(R)-HETE. La voie de l'époxygénase conduit à la formation de quatre acides régio-isomères époxyeicosatriénoïques (EET) qui sont tous biologiquement actifs.

6.1 Isozymes de l'époxygénase P450

Avec la disponibilité des isoenzymes P450 recombinantes, il est possible d'identifier celles qui métabolisent l'AA. La biosynthèse de l'EET peut être accomplie par les sous-familles CYPIA, CYP2B, CYP2C, CYP2D, CYP2G, CYP2J, CYP2N et CYP4A ( Spector et Kim, 2015 ). Pour chacun de ceux-ci, des régio-isomères EET uniques sont formés. Par exemple, CYP2C8 produit 14(R),15(S)-EET et 11(R),12(S)-EET avec des puretés optiques de 86 et 81 %, respectivement. Cependant, il est probable que plus d'un seul P450 contribue à la biosynthèse de l'EET dans une cellule ou un tissu spécifique. Ainsi, les métabolites individuels de l'époxygénase de l'AA peuvent dépendre de l'expression d'isoformes P450 spécifiques. On pense que la majorité de la biosynthèse de l'EET dans les reins des humains et des rats est le résultat de l'expression du CYP2C dans ces tissus. Cependant, l'induction de P450 spécifiques peut grandement altérer la production de produits époxygénases spécifiques.

6.2 Occurrence d'acides époxyeicosatriénoïques

Divers EET ont été mesurés dans les tissus ainsi que dans les fluides physiologiques tels que l'urine (Imig, 2013). Les lipides biologiquement actifs définis à l'origine comme un facteur hyperpolarisant dérivé de l'endothélium et un inhibiteur de la Na+/K+ATPase trouvés dans l'épaisse boucle ascendante de Henle ont été structurellement caractérisés comme 11(R),12(S)-EET et 20-HETE, tous deux dérivés du métabolisme de l'AA médié par le cytochrome P-450 ( Imig, 2012 ). Fait intéressant, les EET peuvent facilement former des esters de CoA et sont des substrats pour la réacylation des lysophospholipides et l'incorporation de ces métabolites oxydés de l'AA dans les membranes phospholipidiques, une réaction biochimique non observée pour les prostaglandines, les thromboxanes ou les leucotriènes. Par exemple, les plaquettes humaines contiennent du 14,15-EET estérifié dans des phospholipides membranaires.

6.3 Métabolisme des acides époxyeicosatriénoïques

Un certain nombre de voies métaboliques opèrent sur les métabolites primaires de l'époxygénase de l'AA. Certaines des voies les plus abondantes comprennent la réestérification dépendante du CoA (notée ci-dessus) ainsi que le raccourcissement de la chaîne de -oxydation. Une voie unique implique l'époxyde hydrolase, une enzyme cytosolique qui hydrate les EET en acides dihydroxyeicosatriénoïques vicinaux correspondants (Imig, 2012). Une époxyde hydrolase microsomale métabolise également les EET, mais à un taux légèrement inférieur. L'époxyde hydrolase soluble a une spécificité de substrat, à la fois en termes de stéréochimie de l'EET et en termes de position dans la chaîne AA. Comme prévu, l'hydratation non enzymatique de ces époxydes se produit, en particulier dans des conditions acides, et peut être accélérée lors de l'isolement de ces métabolites AA. Par conséquent, il est parfois difficile de faire la distinction entre l'hydratation non enzymatique et enzymatique des EET. Le 5,6-EET est un substrat médiocre pour l'époxyde hydrolase cytosolique et microsomale, cependant, le 5,6-EET est un substrat pour la PGH synthase, conduisant à la formation de 5,6-époxy-PGH1. Cet intermédiaire réactif peut ensuite être transformé en 5,6-époxy-prostaglandines correspondantes des séries E, F et I ou en un analogue de thromboxane époxy. Tous les EET peuvent également être des substrats pour les OL qui introduisent de l'oxygène moléculaire à n'importe quel 1,4-cis- position pentadiényle non interrompue par le cycle époxyde. Les EET peuvent également être conjugués avec du glutathion réduit catalysé par le glutathion (S) les transferts. Des études du métabolisme des EET par le foie microsomal P450 de rat ou de souris ont révélé la formation d'une série d'acides diépoxyeicosadiénoïques ainsi que d'acides monohydroxyépoxyeicosatriénoïques.

6.4 Actions biologiques des acides époxyeicosatriénoïques

Les métabolites de l'AA dérivés de la voie de l'époxygénase P450 ont été largement étudiés en termes de leurs propriétés pharmacologiques. Des effets puissants ont été observés sur divers canaux ioniques, les protéines de transport liées à la membrane, la mitogenèse, les agonistes PPARα et les activateurs des cascades de tyrosine kinase (Imig, 2012). Les EET jouent probablement un rôle important dans la médiation de l'activité Na + /K + -ATPase et l'inhibition de l'effet hydroosmotique de l'arginine vasopressine dans le rein. Une image a émergé du rôle important des EET et du 20-HETE dans la régulation du tonus vasculaire rénal et du transport fluide/électrolyte dans la pathogenèse de l'hypertension. Le 20-HETE provoque une constriction des artères rénales en inhibant le muscle lisse vasculaire KCalifornie canaux, conduisant à une dépolarisation membranaire par l'afflux d'ions calcium (Imig, 2013). On pense que les EET dilatent les artères rénales par un mécanisme opposé et, avec le 20-HETE, contribuent à l'autorégulation du flux sanguin rénal grâce à quoi le taux de filtration glomérulaire est maintenu constant malgré les changements de pression artérielle.


5.1. Synthèse de macromolécules biologiques

Synthèse de déshydratation

La plupart des macromolécules sont constituées de sous-unités simples, ou de blocs de construction, appelés monomères. Les monomères se combinent les uns avec les autres en utilisant des liaisons covalentes pour former des molécules plus grosses appelées polymères. Ce faisant, les monomères libèrent des molécules d'eau en tant que sous-produits. Ce type de réaction est appelé synthèse de déshydratation, qui signifie « assembler en perdant de l'eau ».

Dans une réaction de synthèse par déshydratation (figure 5.2), l'hydrogène d'un monomère se combine avec le groupe hydroxyle d'un autre monomère, libérant une molécule d'eau. Dans le même temps, les monomères partagent des électrons et forment des liaisons covalentes. Lorsque des monomères supplémentaires se joignent, cette chaîne de monomères répétés forme un polymère. Différents types de monomères peuvent se combiner dans de nombreuses configurations, donnant naissance à un groupe diversifié de macromolécules. Même un type de monomère peut se combiner de diverses manières pour former plusieurs polymères différents : par exemple, les monomères de glucose sont les constituants de l'amidon, du glycogène et de la cellulose.

Hydrolyse

Les polymères sont décomposés en monomères dans un processus connu sous le nom d'hydrolyse, ce qui signifie « diviser l'eau », une réaction dans laquelle une molécule d'eau est utilisée pendant la décomposition (figure 5.3). Au cours de ces réactions, le polymère est divisé en deux composants : une partie gagne un atome d'hydrogène (H+) et l'autre gagne une molécule d'hydroxyle (OH–) à partir d'une molécule d'eau divisée.

Déshydratation et réactions d'hydrolyse sont catalysées, ou « accélérées », par des enzymes spécifiques, les réactions de déshydratation impliquent la formation de nouvelles liaisons, nécessitant de l'énergie, tandis que les réactions d'hydrolyse rompent les liaisons et libèrent de l'énergie. Ces réactions sont similaires pour la plupart des macromolécules, mais chaque réaction de monomère et de polymère est spécifique à sa classe. Par exemple, dans notre corps, les aliments sont hydrolysés ou décomposés en molécules plus petites par les enzymes catalytiques du système digestif. Cela permet une absorption facile des nutriments par les cellules de l'intestin. Chaque macromolécule est décomposée par une enzyme spécifique. Par exemple, les glucides sont décomposés par l'amylase, la sucrase, la lactase ou la maltase. Les protéines sont décomposées par les enzymes pepsine et peptidase et par l'acide chlorhydrique. Les lipides sont décomposés par les lipases. La décomposition de ces macromolécules fournit de l'énergie pour les activités cellulaires.

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Des exercices

Décidez si chacune des affirmations suivantes est vraie ou fausse

    Les monomères d'acides aminés sont combinés pour fabriquer des protéines.


RÉSULTATS ET DISCUSSION

Méthanolyse/méthylation douce à 45degC

Les conditions de réaction ont été étudiées pour une méthanolyse et une méthylation douces. Figure 1A montre que la méthanolyse de l'oléate de cholestérol à 45°C pendant 16h s'est déroulée de manière quasi quantitative en présence de 1,2°x020131,6% HCl, ce qui correspondait à 0,06°x020130,08 ml de conc. HCl dans un volume total de 2 ml. La concentration de HCl de 2,0 % a augmenté la quantité d'oléate de cholestérol qui n'a pas subi de méthanolyse, vraisemblablement en abaissant la solubilité du substrat. La formation de FFA a été stimulée lorsque la concentration de HCl a augmenté. Cela serait dû à une augmentation de la teneur en eau. En présence de 1,2% de HCl, l'oléate de cholestérol a nécessité des temps de réaction supérieurs à 14 h pour terminer la méthanolyse à 45°C (Fig. 1B).

A : Effets de la concentration de HCl sur la méthanolyse de l'oléate de cholestérol. Les mélanges réactionnels ont été incubés à 45°C pendant 16h. B : Dépendance de la méthanolyse de l'oléate de cholestéryle sur le temps de réaction. Des mélanges réactionnels contenant 1,2 % (p/v) de HCl ont été incubés à 45°C. Les produits de réaction ont été analysés par double développement de CCM. La plaque de gel de silice a été développée à 2,5 cm de l'origine avec de l'hexane/tert-butyl méthyl éther/acide acétique (50:50:0,5, v/v/v), séché sous vide et redéveloppé à 8 cm de l'origine avec de l'hexane/tert-butylméthyléther/acide acétique (97:3:0,5, v/v/v). St, stérol.

Dans des conditions de 45 °C/14 h, la méthanolyse de TG s'est déroulée à la concentration de HCl inférieure de 0,6% (voir Fig. IA supplémentaire). La concentration plus faible en HCl signifie une teneur en eau plus faible du milieu réactionnel et a entraîné une diminution des FFA formés par hydrolyse. TG et PhL ont été convertis en FAME dans les 8 h à 45ଌ dans 1,2% de HCl (voir Figs. IB et IIA supplémentaires)

Contrairement à la méthanolyse des esters, la méthylation des FFA se produit très rapidement. La formation de FAME à partir de FFA s'est achevée en 20 min dans 1,2% de HCl et s'est poursuivie à des concentrations beaucoup plus faibles de HCl (voir les Fig. IIB et III supplémentaires). Les meilleures conditions de réaction pour la méthylation des FFA étaient une température de réaction de 45 ° C, un temps de réaction de 60 min et une concentration en HCl de 0,2 %. Les conditions alternatives 45ଌ/20 min/0,5% HCl ont également donné une bonne efficacité de méthylation. The reactions of glycerolipids and FFA were thus more rapid than that of SE, and the order of reactivities of acyl lipids with HCl/methanol was FFA >> PhL = TG > SE.

The reaction conditions 0.6% HCl/45ଌ/14 h or 1.2% HCl/45ଌ/8 h gave good yields of FAME for lipid samples composed of only glycerolipids and FFA, while the reaction conditions 1.2% HCl/45ଌ/16 h are recommended for lipid samples containing SE.

Cyclopropane fatty acids are heat- and acid-labile components of bacteria and cottonseed oil hence, their derivatization to methyl esters had been carried out by base-catalyzed methanolysis or Sap/BF3 (15). A cyclopropane fatty acid, cis-9,10-methyleneoctadecanoic acid, was recovered almost quantitatively as the methyl ester with trace amounts of artifacts under mild temperature conditions of 45ଌ (1.2% HCl/14 h), under which glycerolipids can be converted into FAME (see supplementary Fig. IV). Conjugated linoleic acids are unstable under acidic conditions, and synthesis of their methyl esters resulted in the formation of 5% artifacts even under the mild conditions of 1.2% HCl/45ଌ/14 h. However, no artifacts were detected in FAME prepared by the combination of alkali-catalyzed methanolysis at room temperature or at 37ଌ (5, 7) and acid-catalyzed methylation for 20 min (0.5% HCl/45ଌ) as suggested in a previous work (16).

Rapid methanolysis/methylation at 100degC

Methyl oleate was formed from cholesteryl oleate when SE was heated at 100ଌ for 90 min with 1.2% HCl in methanol and toluene, but two major artifacts were produced under elevated temperature conditions (see supplementary Fig. V). These artifacts were probably due to 3,5-cholestadiene and cholesteryl methyl ether (17, 18), and the latter artifact could not be separated from FAME by pretreatment with a silica gel column for GC. Taking into account the lifespan of GC columns, an overnight reaction at 45ଌ is recommended for blood lipids that contain cholesterol and its esters.

Methanolysis of TG at 100ଌ produced no artifacts except FFA (see supplementary Fig. VI). The reaction time required for methanolysis of TG was 30 min with 1.2% HCl or 90 min with 0.6% HCl, in which the amount of FFA released was smaller than that for 1.2% HCl. The reaction times required for methanolysis of PC and methylation of FFA were shorter than 15 min in the presence of 1.2% HCl, and methylation of oleic acid with 0.2% HCl was completed within 5 min at 100ଌ.

Reaction conditions of 1.2% HCl/100ଌ/90 min are thus required for lipid samples containing SE, while 30 min is a sufficient reaction time to give good yields of FAME for lipid samples not containing SE.

Water contents and solubilities of lipids as factors affecting FAME formation

Because the reagent contains water derived from aqueous conc. HCl as a component and the acid-catalyzed methanolysis is a reversible reaction, the formation of FFA is inevitable, as seen in Fig. 1 . To assess the rate of hydrolysis of FAME formed, methyl oleate was incubated in methanol containing 1.0% HCl and water at 100ଌ for 1 h. Hydrolysis of FAME was a function of water content, and the percentage of remaining methyl oleate decreased with increasing water content (see supplementary Fig. VII). The 2 ml reaction mixture of 1.2% HCl contains 0.044 ml of water, i.e., 2.2% water derived from conc. HCl, and it was estimated that not more than 1.4% of FAME produced can be hydrolyzed during methanolysis/methylation. These findings indicate that the presence of water inevitably promotes the hydrolysis of FAME formed but does not significantly affect the yield of FAME. Ulberth and Henninger (19) reported that the formation of FAME was not hindered by addition of up to 2% water in a reaction mixture, and a similar observation that 5% water was acceptable for methanolysis was also reported by Lepage and Roy (20). Some of commercial methanolic 4.6𠄵% HCl reagents contained more than 1% water, and their HCl concentrations were 2.3𠄳.2% at the time of purchase. It must be kept in mind that HCl reacts with methanol to form chloromethane and water. Half the HCl in methanol is lost within 1.5 months at room temperature, and a considerable amount of HCl is lost during methanolysis at 100ଌ (12).

The presence of water also gives rise to hydrolysis of ester bonds in SE, TG, and PhL, and it is presumed that FAMEs are synthesized through either transesterification pathway, i.e., methanolysis (reaction A) or hydrolysis/methylation (reaction B), in methanolic HCl solutions that are not absolutely anhydrous. FFA liberated by hydrolysis should be immediately methylated, as acid-catalyzed methylation of FFA occurs rapidly. Progress of reaction from PC to FAME in 1.2% HCl/methanol was accompanied by a change in the amount of FFA liberated, which suggests that the hydrolysis/methylation pathway operates to some extent. Trace amounts of water may therefore stimulate the formation of FAME and may not necessarily be a negative factor with respect to the rate of FAME production.

Methanol is a poor solvent for SE and TG, and the solubilities of these nonpolar lipids in methanol further decreased with increases in the concentration of water (see supplementary Fig. VIII). Glyceryl trioleate dissolved at a concentration of 3.3 mg in 2 ml of methanol at 25ଌ, but in the presence of 2.2% water, the solubility was 1.3 mg/ 2 ml. Addition of 10% toluene to water-containing methanol doubled the solubility of TG in the solution. The solubility of glyceryl trioleate in 2 ml of methanol solution containing 0.044 ml of water and 0.2 ml of toluene is equivalent to that of methanol containing 0.008 ml of water. Methanol containing both 2.0% water and 10% toluene is almost equivalent to anhydrous methanol with respect to the solubility of glyceryl trioleate. In the absence of toluene, methanolysis of SE and TG was slow, and considerable amounts of these lipids remained unchanged. The adverse effect of water derived from conc. HCl on the solubilities of hydrophobic lipids was thus appreciably diminished by addition of 10% toluene. The reaction of PhL or FFA did not require the addition of toluene.

Yields of FAME and limits of lipid amounts to be treated

Reaction conditions were thoroughly investigated for methanolysis/methylation of four lipid classes, i.e., SE, TG, PhL, and FFA. Tableau 1 shows the most appropriate conditions for mild reaction at 45ଌ and rapid reaction at 100ଌ, and yields of FAME. FAMEs were synthesized in yields 㺖% for these four lipid classes by the mild and rapid reactions. Table 1 indicates that lipid samples containing SE, such as blood lipids, should be treated at 45ଌ for 16 h or at 100ଌ for 90 min in 1.2% HCl/methanol/toluene and that lipid samples not containing SE, such as vegetable oils, can be derivatized at 1.2% or lower concentrations of HCl and with shorter reaction times.

TABLEAU 1.

Optimized conditions for preparation of FAMEs from individual lipid classes with conc. HCl/methanol/toluene

Lipid ClassHCl Conc.TempsYield of FAME une
Mild methanolysis/methylation at 45ଌ
% %
SE1.216 h98.2 ± 0.7
TG1.28 h98.8 ± 0.7
0.614 h97.8 ± 0.2
PhL1.28 h96.7 ± 0.2 b
FFA0.520 min98.4 ± 0.1 c
0.260 min99.1 ± 0.2
Rapid methanolysis/methylation at 100ଌ
% %
SE1.290 min96.8 ± 0.3 , e
TG1.230 min97.3 ± 0.3 e
PhL1.230 min96.5 ± 0.5
FFA0.25 minutes98.4 ± 0.3

Molecular species of lipid classes analyzed were cholesteryl oleate as SE, glyceryl trioleate as TG, dioleoyl PC as PhL, and oleic acid as FFA.

In comparison to base-catalyzed methanolysis (5𠄷), acid-catalyzed methanolysis has two major intrinsic disadvantages, i.e., low capacity for amounts of lipids to be treated and slow reaction rate. For single lipid classes, 1 mg of SE or 2 mg of TG could be thoroughly transesterified in 2 ml of the 1.2% HCl reagent used in the present method, and these amounts, 1 and 2 mg, were the limits for complete methanolysis of SE and TG, respectively. In methylation of FFA, at least 20 mg could be converted into FAME.

Application for blood lipids, vegetable oils, and fish oils

The accuracy and validity of the present methanolysis/methylation method using conc. HCl were confirmed with a variety of lipid samples. The mild 45ଌ/16 h conditions were used for blood lipids that contain considerable amounts of SE, and FAMEs were prepared from one drop of blood spotted onto a small piece of filter paper. SE, TG, FFA, PC, and phosphatidylethanolamine were all efficiently converted to FAMEs, which were purified to a single spot on TLC through a silica gel cartridge column for GC ( 2 ). For vegetable oils rich in TG, FAMEs were prepared by the rapid methanolysis at 100ଌ. Fish oils have many polyunsaturated fatty acid species in TG, and they are subject to autoxidation. FAMEs were prepared by both the mild and rapid procedures. No obvious differences in fatty acid composition were found between the present method using conc. HCl and conventional methods, and also between 45ଌ/16 h and 100ଌ/90 min of the present method for the lipid samples tested. Tableau 2 shows fish oil fatty acid compositions obtained by different methods (for blood fatty acid compositions, see supplementary Table I for GC of FAMEs prepared from fish oil under the mild conditions, see supplementary Fig. IX).

Formation of FAMEs from one drop of whole blood on filter paper and purification of FAMEs formed. Lane 1, a standard mixture of SE, FAME, TG, FFA, phosphatidylethanolamine, and PC lane 2, blood lipids lane 3, chloroform extract after reaction lane 4, hexane extract after reaction lane 5, eluate of 1.5% methyl acetate/hexane from a cartridge column of silica gel that adsorbed the hexane extract. The TLC plate was first developed with chloroform/methanol/water/acetic acid (65:35:4:1, v/v/v/v) to 3.5 cm from the origin, dried in vacuo, and then redeveloped with hexane/tert-butyl methyl ether/acetic acid (90:10:0.5, v/v/v) to the top of the plate. St, sterol.

TABLEAU 2.

Comparison of fish oil fatty acid compositions determined by a conventional Sap/BF3 method, by a conventional anhydrous methanolic HCl method, and by the conc. HCl/methanol/toluene method

Conventional Method Present Method (1.2% HCl)
Fatty Acid uneSap/BF3Anhyd. HCl45ଌ/16 h100ଌ/1 h
%%
14:07.9 ± 0.07.8 ± 0.27.6 ± 0.17.5 ± 0.1
16:012.5 ± 0.012.2 ± 0.211.8 ± 0.112.0 ± 0.0
16:16.6 ± 0.06.6 ± 0.16.3 ± 0.16.5 ± 0.0
18:02.0 ± 0.01.8 ± 0.01.8 ± 0.01.8 ± 0.0
18:16.0 ± 0.05.8 ± 0.15.8 ± 0.15.8 ± 0.0
18:2 n-61.5 ± 0.01.5 ± 0.01.5 ± 0.01.5 ± 0.0
18:3 n-31.4 ± 0.11.3 ± 0.01.3 ± 0.01.3 ± 0.0
18:4 n-34.5 ± 0.04.8 ± 0.14.7 ± 0.14.8 ± 0.0
20:115.1 ± 0.114.6 ± 0.014.7 ± 0.114.7 ± 0.1
20:4 n-60.6 ± 0.00.7 ± 0.00.6 ± 0.00.6 ± 0.0
20:4 n-31.1 ± 0.11.1 ± 0.11.0 ± 0.01.1 ± 0.0
20:5 n-39.2 ± 0.110.1 ± 0.010.0 ± 0.010.0 ± 0.1
22:120.3 ± 0.319.5 ± 0.420.4 ± 0.519.8 ± 0.1
21:5 n-30.4 ± 0.00.4 ± 0.00.4 ± 0.00.4 ± 0.1
22:5 n-31.7 ± 0.11.7 ± 0.11.7 ± 0.11.7 ± 0.0
22:6 n-39.4 ± 0.110.4 ± 0.210.4 ± 0.210.5 ± 0.2

Each value is the average of three determinations.

Remarques finales

The mixed solution of conc. HCl, methanol, and toluene is a convenient reagent for methanolysis and methylation of acyl lipids. The reagent can be readily prepared in laboratories from common chemicals. Yields of FAME prepared and fatty acid compositions obtained using this reagent are almost identical to those determined with other conventional reagents of acid or base catalysts. Anhydrous HCl/methanol reagents for methanolysis and methylation of acyl lipids can thus be replaced by conc. HCl/methanol/toluene, which can also replace alkaline reagents such as sodium methoxide/methanol or KOH/methanol for lipid samples of milligram order.


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