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Lab 3: Obtention de Cultures Pures à partir d'une Population Mixte - Biologie


DISCUSSION

Comme indiqué dans le laboratoire 2, les micro-organismes existent dans la nature sous forme de populations mixtes. Deux étapes majeures sont impliquées dans l'obtention de cultures pures à partir d'une population mixte :

  1. Tout d'abord, le mélange doit être dilué jusqu'à ce que les différents micro-organismes individuels soient suffisamment séparés les uns des autres sur une surface de gélose pour qu'après incubation, ils forment des colonies visibles isolées des colonies d'autres micro-organismes. Cette plaque est appelée plaque d'isolement.
  2. Ensuite, une colonie isolée peut être « retirée » de manière aseptique de la plaque d'isolement (figure 1) et transférée dans un nouveau milieu stérile (voir figure 3). Après incubation, tous les organismes de la nouvelle culture seront les descendants du même organisme, c'est-à-dire une culture pure.

Figure 1: Cueillette d'une seule colonie d'une plaque de Pétri afin d'obtenir une culture pure Avant de retirer les bactéries de la plaque de Pétri, refroidissez d'abord la boucle en la collant dans la gélose à l'écart de toute croissance.

A. MÉTHODE D'ISOLATION DE LA PLAQUE À RAYURES

Le moyen le plus courant de séparer les cellules bactériennes à la surface de la gélose pour obtenir des colonies isolées est la méthode de la plaque à stries que nous avons utilisée dans le laboratoire 2 pour ensemencer une plaque de Pétri. Il fournit une méthode simple et rapide de dilution de l'échantillon par des moyens mécaniques. Au fur et à mesure que la boucle est striée sur la surface de la gélose, de plus en plus de bactéries sont éliminées jusqu'à ce que des organismes séparés se déposent sur la gélose. Après incubation, la zone au début du motif de stries montrera une croissance confluente tandis que la zone près de la fin du motif devrait montrer des colonies discrètes (voir Fig. 2A et Fig. 2B).

B. LES MÉTHODES D'ISOLATION DU POUR PLATE ET DU SPIN PLATE

Une autre méthode de séparation des bactéries est la méthode de la plaque de coulée. Avec le assiette méthode, les bactéries sont mélangées avec de la gélose fondue jusqu'à ce qu'elles soient uniformément réparties et séparées dans tout le liquide. La gélose fondue est ensuite versée dans une assiette vide et laissée se solidifier. Après incubation, des colonies bactériennes discrètes peuvent alors être trouvées en croissance à la fois sur la gélose et dans la gélose.

Les méthode de la plaque tournante consiste à diluer l'échantillon bactérien dans des tubes d'eau stérile, de solution saline ou de bouillon. De petits échantillons des bactéries diluées sont ensuite pipetés sur la surface des plaques de gélose. Une tige de verre courbé stérile est ensuite utilisée pour répartir uniformément les bactéries sur toute la surface de la gélose (voir Fig. 4) afin de voir les colonies isolées (voir Fig. 5). Dans le laboratoire 4, nous utiliserons cette technique dans le cadre de la méthode de comptage sur plaque pour dénombrer les bactéries.

C. UTILISATION DE MÉDIAS SPÉCIALISÉS

Pour compléter les techniques mécaniques d'isolement telles que la méthode de la plaque striée, de nombreux médias spéciaux sont à la disposition du microbiologiste pour faciliter l'isolement et l'identification de micro-organismes spécifiques. Ces milieux à usage spécial se répartissent en quatre groupes : les milieux sélectifs, les milieux différentiels, les milieux d'enrichissement et les milieux combinés sélectifs et différentiels.

1. Médias sélectifs : Un milieu sélectif contient des agents ajoutés qui inhiber la croissance d'un groupe d'organismes tout en permettant la croissance d'un autre. Par exemple, Gélose Columbia CNA contient des antibiotiques colistine et acide nalidixique ajoutés qui inhibent la croissance des bactéries Gram-négatives mais pas la croissance des bactéries Gram-positives. On dit donc qu'il est sélectif pour les organismes Gram-positifs et qu'il serait utile pour séparer un mélange de bactéries Gram-positives et Gram-négatives.

2. Médias différentiels : Un milieu différentiel contient des additifs qui provoquer un changement de couleur observable dans le milieu lorsqu'une réaction chimique particulière se produit. Ils sont utiles pour différencier les bactéries selon certaines caractéristiques biochimiques. En d'autres termes, ils indiquent si un organisme donné peut ou non effectuer une réaction biochimique spécifique au cours de son métabolisme normal. Beaucoup de ces milieux seront utilisés dans les futurs laboratoires pour aider à l'identification des micro-organismes.

3. Médias d'enrichissement : Un milieu d'enrichissement contient des additifs qui favoriser la croissance de certains organismes. Ceci est utile lorsque l'organisme que vous souhaitez cultiver est présent en nombre relativement faible par rapport aux autres organismes qui poussent dans le mélange.

4. Combinaison de médias sélectifs et différentiels : Un milieu mixte sélectif et différentiel permet la croissance d'un groupe d'organismes tout en inhibant la croissance d'un autre. De plus, il différencie les organismes qui se développent selon qu'ils peuvent effectuer des réactions chimiques particulières.

Par exemple, Gélose MacConkey (voir Fig. 6) est un milieu sélectif utilisé pour la isolement de bâtonnets Gram-négatifs non exigeants, en particulier les membres de la famille Entérobactéries et le genre Pseudomonas, et le différenciation du lactose fermentant du lactose non fermentant bacilles à Gram négatif. Gélose MacConkey contient le colorant violet cristal ainsi que des sels biliaires qui inhibent la croissance de la plupart des bactéries Gram-positives mais n'affectent pas la croissance de la plupart des bactéries Gram-négatives. Si la bactérie Gram-négative fait fermenter le sucre lactose dans le milieu, les produits finaux acides abaissent le pH du milieu. Le rouge neutre dans la gélose devient rouge une fois que le pH tombe en dessous de 6,8. Lorsque le pH baisse, le rouge neutre est absorbé par les bactéries, faisant apparaître les colonies rose vif à rouge.

Les résultats sont interprétés comme suit :

  • Forte fermentation du lactose avec des niveaux élevés de production d'acide par les bactéries provoque l'apparition des colonies et de la croissance confluente rose vif à rouge. L'acide résultant, à des concentrations suffisamment élevées, peut également provoquer la précipitation des sels biliaires du milieu hors de la solution, provoquant un précipité rose (nébulosité) apparaît dans la gélose entourant la croissance (voir fig. 7).
  • Fermentation faible du lactose par la bactérie fait apparaître les colonies et la croissance confluente rose à rouge, mais sans la précipitation des sels biliaires il y a pas de précipité rose (nébulosité) dans la gélose entourant la croissance (voir fig. 8).
  • Si les bactéries ne pas fermenter le lactose, les colonies et la croissance confluente apparaissent incolore et la gélose entourant les bactéries reste relativement transparente (voir Fig. 9).

La morphologie typique des colonies sur gélose MacConkey est la suivante :

Escherichia coli: les colonies et la croissance confluente apparaissent rose vif à rouge et entourées d'un précipité rose (nébulosité) dans la gélose entourant la croissance (voir Fig. 7).

Enterobacter et Klebsiella: les colonies et la croissance confluente apparaissent rose vif à rouge mais ne sont pas entourées d'un précipité rose (nébulosité) dans la gélose entourant la croissance (voir Fig. 8).

Salmonelle, Serratia, Protée, et Shigella: colonies incolores ; gélose relativement transparente (voir Fig. 9).

Il existe littéralement des centaines de milieux spéciaux à la disposition du microbiologiste. Aujourd'hui, nous allons combiner à la fois une technique d'isolement mécanique (la plaque à stries) avec des milieux sélectifs et sélectifs-différentiels pour obtenir des cultures pures à partir d'un mélange de bactéries. Dans les futurs laboratoires, tels que 12 - 16, qui traitent de l'isolement et de l'identification des bactéries pathogènes, nous utiliserons de nombreux autres milieux spéciaux.

MÉDIAS

Une plaque de chacun des milieux suivants : gélose Trypticase Soy, gélose Columbia CNA et gélose MacConkey.

ORGANISMES

Un bouillon de culture contenant un mélange de l'une des bactéries Gram-positives suivantes et de l'une des bactéries Gram-négatives suivantes :

  • Bactéries Gram-positives possibles :
    • Micrococcus luteus. Un coque à Gram positif avec un arrangement en tétrade ou en sarcina ; produit des colonies circulaires et convexes avec un pigment jaune insoluble dans l'eau sur gélose Trypticase Soy.
      • Micrococcus luteus grandir sur TSA
      • Gros plan de Micrococcus luteus grandir sur TSA
    • Staphylococcus epidermidis. Un coque à Gram positif avec un arrangement de staphylocoques ; produit des colonies circulaires, convexes et non pigmentées sur gélose Trypticase Soy.
      • Staphylococcus epidermidis grandir sur TSA
      • Gros plan sur Staphylococcus epidermidis grandir sur TSA
  • Bactéries Gram-négatives possibles :
    • Escherichia coli. Un bacille à Gram négatif ; produit des colonies irrégulières, en relief et non pigmentées sur gélose Trypticase Soy.
      • Escherichia coli grandir sur TSA
    • Enterobacter aerogenes. Un bacille à Gram négatif ; produit des colonies irrégulières surélevées, non pigmentées, peut-être mucoïdes sur la gélose Trypticase Soy.
      • Enterobacter aerogenes grandir sur TSA

Au cours des trois prochains laboratoires, vous tenterez d'obtenir des cultures pures de chaque organisme dans votre mélange et de déterminer quelles bactéries vous avez. Aujourd'hui vous essayerez de séparer les bactéries du mélange afin d'obtenir des colonies isolées ; prochain laboratoire vous allez identifier les deux bactéries dans votre mélange et prélever des colonies isolées uniques de chacune des deux bactéries afin d'obtenir une culture pure de chacune. Les laboratoire suivant vous préparerez des lames de microscopie de chacune des deux cultures pures pour déterminer si elles sont bien pures.

PROCÉDURE (à faire en binôme)

1. Au bas de chacune des trois plaques de Pétri que vous utilisez aujourd'hui, divisez la plaque en trois avec votre marqueur de cire et une étiquette comme indiqué ci-dessous. Cela guidera vos stries.

2. Bien que la gélose Trypticase Soy (TSA), qui cultive à la fois des bactéries Gram-positives et Gram-négatives, ne soit normalement pas utilisée comme milieu d'isolement, nous essaierons d'obtenir des colonies isolées des deux organismes dans votre mélange en utilisant des méthodes strictement mécaniques. . Souvent, cependant, une bactérie en envahit une autre dans un mélange et au moment où vous étalez suffisamment l'organisme le plus abondant pour obtenir des colonies isolées, celui en plus petit nombre n'est plus sur la boucle, vous ne pouvez donc pas voir des colonies individuelles de chacun sur le TSA la prochaine fois.

Strie votre mélange sur une plaque de gélose Trypticase Soy en utilisant l'un des deux modèles de stries illustrés dans Lab 2, Fig. 4 et Fig. 5. gélose

3. Strier le même mélange pour l'isolement (voir Fig. 5) sur une plaque de gélose Columbia CNA (sélective pour les bactéries Gram-positives).

  • Micrococcus luteus poussant sur gélose Columbia CNA.
  • Staphylococcus epidermidis poussant sur gélose Columbia CNA.

4. 5) sur une plaque de gélose MacConkey (sélective pour les bactéries à Gram négatif et différentielle pour certains membres de la famille bactérienne Entérobactéries).

  • Escherichia coli poussant sur gélose MacConkey.
  • Enterobacter aerogenes poussant sur gélose MacConkey.

5. Incuber les trois plaques à l'envers et empilé dans le support de la plaque de Pétri sur l'étagère du 37°Incubateur C correspondant à votre section de laboratoire jusqu'à la prochaine période de laboratoire.

RÉSULTATS

1. Observer les colonies isolées sur les plaques de gélose Trypticase Soy, Columbia CNA et MacConkey. Notez vos observations et conclusions.

Gélose Trypticase Soja

Observations

Conclusion

Gélose Columbia CNA

Observations

Conclusion

Gélose MacConkey

Observations

Conclusion

2. En utilisant l'une des trois plaques sur lesquelles ils poussent :

une. Prélever aseptiquement un une seule colonie isolée de chacune des deux bactéries de votre mélange d'origine que vous venez d'identifier et les transférer aseptiquement sur des plaques séparées de gélose Trypticase Soja (voir Fig. N'oubliez pas de rayer la plaque pour l'isolement comme vous l'avez appris dans les laboratoires 2 et 3.

b. Lors de la cueillette de colonies isolées, retirer la partie supérieure de la colonie sans toucher la surface de la gélose elle-même pour éviter de ramasser des bactéries inhibées à la surface de la gélose. Assurez-vous d'écrire le nom de la bactérie (genre et espèce) que vous cultivez sur cette plaque TSA.

c. Incuber les plaques à l'envers dans votre porte-plaque de Pétri à 37 ans°C jusqu'à la prochaine période de laboratoire. Ce seront vos cultures pures pour le Lab 5 (colorations directes et indirectes).

OBJECTIFS DE PERFORMANCE DU LAB 3

Après avoir terminé ce laboratoire, l'étudiant sera en mesure d'atteindre les objectifs suivants :

DISCUSSION

1. À partir d'un mélange d'une bactérie Gram-positive et d'une bactérie Gram-négative et de plaques de gélose Columbia CNA, MacConkey et Trypticase Soy, décrivez les étapes à suivre pour éventuellement obtenir des cultures pures de chaque organisme.

2. Définir : milieu sélectif, milieu différentiel, milieu d'enrichissement et milieu mixte sélectif-différentiel.

3. Indiquez l'utilité de la gélose Columbia CNA et de la gélose MacConkey.

4. Décrivez comment chacun des éléments suivants apparaîtrait lorsqu'il serait cultivé sur une gélose MacConkey :

une. Escherichia coli
b. Enterobacter aerogenes
c. Salmonelle

PROCÉDURE

1. À l'aide de la méthode d'isolement sur plaque à stries, obtenir des colonies isolées à partir d'un mélange de micro-organismes.

2. Prélever des colonies isolées de micro-organismes poussant sur une plaque à stries et les transférer de manière aseptique dans des milieux stériles pour obtenir des cultures pures.

RÉSULTATS

1. Lorsqu'on vous donne une boîte de gélose Columbia CNA ou de gélose MacConkey montrant des colonies discrètes, interpréter correctement les résultats.

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Lab 3: Obtention de Cultures Pures à partir d'une Population Mixte - Biologie

Isolement de la culture pure

Les micro-organismes se trouvent généralement dans la nature (air, sol et eau) sous forme de populations mixtes. Même les parties malades des plantes et des animaux contiennent un grand nombre de micro-organismes, qui diffèrent sensiblement des micro-organismes d'autres environnements. Pour étudier le rôle spécifique joué par un micro-organisme spécifique dans son environnement, il faut l'isoler en culture pure. La culture pure implique non seulement l'isolement de micro-organismes individuels à partir d'une population mixte, mais aussi le maintien de ces individus et de leurs descendances dans des milieux artificiels, où aucun autre micro-organisme ne trouve le moyen de se développer.

Cependant, il n'est pas facile d'isoler les micro-organismes individuels des habitats naturels et de les cultiver dans des conditions de laboratoire imposées. Pour cela, de nombreuses manipulations en laboratoire sont nécessaires. Si des inoculums de n'importe quel habitat naturel sont prélevés et laissés pousser dans un milieu de culture, un grand nombre de colonies diverses peuvent se développer qui, en raison de la surpopulation, peuvent se regrouper et, par conséquent, perdre leur individualité. Par conséquent, il est nécessaire de bien isoler les colonies les unes des autres afin que chacune apparaisse distincte, grande et présente des formes de croissance caractéristiques. De telles colonies peuvent être prélevées facilement et cultivées séparément pour une étude détaillée. Plusieurs méthodes d'obtention de cultures pures sont utilisées. Certaines méthodes courantes sont utilisées quotidiennement par la majorité des microbiologistes, tandis que les autres sont des méthodes utilisées à des fins spéciales.

Méthodes courantes d'isolement de la culture pure

La culture pure de micro-organismes qui forment des colonies discrètes sur des milieux solides, par exemple des levures, la plupart des bactéries, de nombreux autres microchampignons et des microalgues unicellulaires, peut être le plus souvent obtenue par des méthodes de placage telles que la méthode de la plaque à stries, la méthode de la plaque de coulée et la méthode de la plaque d'étalement.

Mais, les microbes qui n'ont pas encore été cultivés avec succès sur des milieux solides et ne sont cultivables que dans des milieux liquides sont généralement isolés par la méthode de dilution en série.

Méthode de la plaque striée

Cette méthode est utilisée le plus souvent pour isoler des cultures pures de bactéries. Une petite quantité de culture mixte est placée sur la pointe d'une anse/aiguille d'inoculation et est striée sur la surface du milieu gélosé. Les stries successives "éclaircissent" suffisamment les inoculums et les microorganismes sont séparés les uns des autres. Il est généralement conseillé de rayer une deuxième plaque par la même boucle/aiguille sans réinoculation. Ces plaques sont incubées pour permettre la croissance des colonies. Le principe clé de cette méthode est que, par stries, un gradient de dilution est établi sur la face de la plaque de Petri à mesure que les cellules bactériennes se déposent à la surface de la gélose. En raison de ce gradient de dilution, la croissance confluente n'a pas lieu sur la partie du milieu où peu de cellules bactériennes sont déposées

Diverses méthodes de stries

Vraisemblablement, chaque colonie est la descendance d'une seule cellule microbienne représentant ainsi un clone de culture pure. Ces colonies isolées sont prélevées séparément à l'aide d'une anse/aiguille d'inoculation stériles et repiquées sur un milieu frais pour garantir la pureté.

Méthode de la plaque de coulée

Cette méthode consiste à étaler des échantillons dilués mélangés à du milieu gélosé fondu. Le principe est de diluer l'inoculum dans des tubes successifs contenant du milieu gélosé liquéfié de manière à permettre une bonne répartition des cellules bactériennes au sein du milieu. Ici, la culture mixte de bactéries est diluée directement dans des tubes contenant du milieu gélosé fondu maintenu à l'état liquide à une température de 42-45 °C (la gélose se solidifie en dessous de 42 °C).
Les bactéries et le milieu fondu sont bien mélangés. Le contenu de chaque tube est versé dans des plaques de Pétri séparées, laissés à se solidifier, puis incubés. Lorsque des colonies bactériennes se développent, on constate que des colonies isolées se développent à la fois au sein du milieu gélosé (colonies souterraines) et sur le milieu (colonies de surface). Ces colonies isolées sont ensuite prélevées par une boucle d'inoculation et striées sur une autre plaque de Pétri pour assurer la pureté.

La méthode de la plaque de coulée présente certains inconvénients, comme suit : (i) le ramassage des colonies souterraines nécessite de les extraire du milieu gélosé, interférant ainsi avec d'autres colonies, et (ii les microbes isolés doivent être capables de résister à une exposition temporaire au 42- 45 & 176 température du milieu gélosé liquide donc cette technique s'avère inadaptée pour l'isolement des micro-organismes psychrophiles.

Cependant, la méthode de la plaque de coulée, en plus de son utilisation pour isoler des cultures pures, est également utilisée pour déterminer le nombre de cellules bactériennes viables présentes dans une culture.

UNE. Milieu/dilution

B. Coulée de l'assiette et

C. Développement de la colonie après incubation. Le contrôle se compose du milieu de placage stérilisé seul

Les colonies isolées sont récupérées et transférées sur milieu frais pour assurer la pureté. Contrairement à la méthode de la plaque de coulée, seules les colonies de surface se développent dans cette méthode et les micro-organismes ne sont pas tenus de résister à la température du milieu gélosé fondu.

Méthode de la plaque d'étalement

Dans cette méthode, la culture mixte de micro-organismes n'est pas diluée dans le milieu gélosé fondu (contrairement à la méthode de la plaque de coulée), elle est plutôt diluée dans une série de tubes contenant un liquide stérile, généralement de l'eau ou du sérum physiologique. Une goutte de liquide ainsi dilué de chaque tube est placée au centre d'une plaque de gélose et étalée uniformément sur la surface au moyen d'un verre bombé stérilisé.

Le milieu est maintenant incubé. Lorsque les colonies se développent sur les plaques de milieu gélosé, on constate qu'il existe des plaques dans lesquelles se développent des colonies bien isolées. Cela se produit à la suite de la séparation des micro-organismes individuels en étalant sur la goutte de liquide dilué sur le milieu de la plaque.

Méthode de dilution en série

Comme indiqué précédemment, cette méthode est couramment utilisée pour obtenir des cultures pures de ces micro-organismes qui n'ont pas encore été cultivés avec succès sur des milieux solides et se développent uniquement dans des milieux liquides. Un micro-organisme qui prédomine dans une culture mixte peut être isolé sous forme pure par une série de dilutions.

L'inoculum est soumis à une dilution en série dans un milieu liquide stérile, et un grand nombre de tubes de milieu liquide stérile sont inoculés avec des aliquotes de chaque dilution successive. Le but de cette dilution est d'ensemencer une série de tubes avec une suspension microbienne si diluée que certains tubes montrent la croissance d'un seul microbe individuel. Pour plus de commodité, supposons que nous ayons une culture contenant 10 ml de milieu liquide, contenant 1 000 micro-organismes, c'est-à-dire 100 micro-organismes/ml de milieu liquide.

Méthode de dilution en série

Si on sort 1 ml de ce milieu et le mélange avec 9 ml de milieu liquide stérile frais, on aurait alors 100 microorganismes dans 10 ml soit 10 microorganismes/ml. Si nous ajoutons 1 ml de cette suspension à un autre 9 ml. de milieu liquide stérile frais, chaque ml contiendrait désormais un seul micro-organisme. Si ce tube présente une quelconque croissance microbienne, il y a une très forte probabilité que cette croissance résulte de l'introduction d'un seul micro-organisme dans le milieu et représente la culture pure de ce micro-organisme.

Méthodes spéciales d'isolement sur la culture pure

1. Méthodes d'isolement de cellule unique

Une cellule individuelle du type requis est sélectionnée par cette méthode à partir de la culture mixte
et est autorisé à croître. Les deux méthodes suivantes sont utilisées.

(je) Méthode de la pipette capillaire

Plusieurs petites gouttes d'un milieu de culture convenablement dilué sont déposées sur une lamelle de verre stérile à l'aide d'une pipette stérile aspirée vers un capillaire. On examine ensuite chaque goutte au microscope jusqu'à ce qu'on trouve une telle goutte, qui ne contient qu'un seul micro-organisme. Cette goutte est prélevée avec une pipette capillaire stérile sur milieu frais. Le micro-organisme individuel présent dans la goutte commence à se multiplier pour donner une culture pure.

(ii) Méthode du micromanipulateur

Des micromanipulateurs ont été construits, qui permettent de prélever une seule cellule d'une culture mixte. Cet instrument est utilisé en conjonction avec un microscope pour prélever une seule cellule (en particulier une cellule bactérienne) à partir d'une préparation de gouttes suspendues. Le micro-manipulateur a des réglages micrométriques au moyen desquels sa micropipette peut être déplacée à droite et à gauche, en avant et en arrière, et de haut en bas. Une série de gouttes pendantes d'une culture diluée sont placées sur une lamelle stérile spéciale par une micropipette.

Maintenant, une goutte suspendue est recherchée, qui ne contient qu'une seule cellule de micro-organisme. Cette cellule est aspirée dans la micropipette par aspiration douce puis transférée dans une grosse goutte de milieu stérile sur une autre lamelle stérile. Lorsque le nombre de cellules augmente dans cette goutte à la suite de la multiplication, la goutte est transférée dans un tube de culture ayant un milieu approprié. Cela donne une culture pure du micro-organisme requis.

Les avantages de cette méthode sont que l'on peut être raisonnablement sûr que les cultures proviennent d'une seule cellule et que l'on peut obtenir des souches dans l'espèce. Les inconvénients sont que l'équipement est coûteux, sa manipulation est très fastidieuse, et il nécessite un opérateur qualifié. C'est la raison pour laquelle cette méthode est réservée à des études très spécialisées.

2. Méthode de culture d'enrichissement


Généralement, il est utilisé pour isoler les micro-organismes qui sont présents en nombre relativement faible ou qui ont des taux de croissance lents par rapport aux autres espèces présentes dans la culture mixte. La stratégie de culture d'enrichissement fournit un environnement culturel spécialement conçu en incorporant un nutriment spécifique dans le milieu et en modifiant les conditions physiques de l'incubation. Le milieu de composition connue et de conditions d'incubation spécifiques favorise la croissance des micro-organismes souhaités mais est inapproprié pour la croissance d'autres types de micro-organismes.

Preuve de pureté des cultures

En supposant qu'on ait isolé une culture pure, comment établir qu'elle est pure ? Une culture pure est une culture dans laquelle les cellules sont toutes d'un même type, c'est-à-dire qu'elles présentent une "ressemblance". Ainsi, la preuve de la pureté des cultures consiste à démontrer la "ressemblance" des micro-organismes dans la culture. Il est basé sur certains critères comme suit :
1.Les micro-organismes se ressemblent au microscope et se tachent de la même manière.

2. Une fois plaquées, toutes les colonies formées se ressemblent.

3. Les stries, les coups, etc. sont uniformes.

4. Plusieurs colonies isolées fonctionnent de manière identique, c'est-à-dire fermentent les mêmes sucres, et ainsi de suite.

Méthode capillaire pour l'obtention d'une seule cellule microbienne

Maintien et conservation des cultures pures

Une fois qu'un micro-organisme a été isolé et cultivé en culture pure, il devient nécessaire de maintenir la viabilité et la pureté du micro-organisme en maintenant les cultures pures exemptes de contamination. Normalement dans les laboratoires, les cultures pures sont transférées périodiquement sur ou dans un milieu frais (repiquage) pour permettre une croissance continue et la viabilité des micro-organismes. Le transfert est toujours soumis à des conditions d'asepsie pour éviter toute contamination.
Etant donné que les sous-cultures répétées prennent du temps, il devient difficile de maintenir un grand nombre de cultures pures avec succès pendant une longue période. De plus, il existe un risque de modifications génétiques ainsi que de contamination. Par conséquent, il est maintenant remplacé par certaines méthodes modernes qui n'ont pas besoin de repiquages ​​fréquents. Ces méthodes comprennent la réfrigération, la méthode à la paraffine, la cryoconservation et la lyophilisation (lyophilisation).

Réfrigération
Les cultures pures peuvent être conservées avec succès à 0-4°C soit dans des réfrigérateurs soit dans des chambres froides. Cette méthode est appliquée sur une courte durée (2-3 semaines pour les bactéries et 3-4 mois pour les champignons) car les activités métaboliques des micro-organismes sont fortement ralenties mais pas arrêtées. Ainsi, leur croissance se poursuit lentement, les nutriments sont utilisés et les déchets libérés dans le milieu. Cela entraîne, finalement, la mort des microbes après un certain temps.
Méthode à la paraffine

Il s'agit d'une méthode simple et la plus économique pour maintenir des cultures pures de bactéries et de champignons. Dans cette méthode, de la paraffine liquide stérile est versée sur la pente (pente) de la culture et conservée debout à température ambiante. La couche de paraffine assure des conditions anaérobies et empêche la déshydratation du milieu. Cette condition aide les micro-organismes ou la culture pure à rester dans un état dormant et, par conséquent, la culture est conservée pendant plusieurs années.

Cryoconservation
La cryoconservation (c'est-à-dire la congélation dans l'azote liquide à -196 °C) aide à la survie des cultures pures pendant de longues périodes de stockage. Dans cette méthode, les micro-organismes de culture sont rapidement congelés dans de l'azote liquide à -196°C en présence d'agents stabilisants tels que le glycérol qui empêchent la formation de cristaux de glace et favorisent la survie cellulaire.
Lyophilisation (Lyophilisation)

Dans cette méthode, la culture est rapidement congelée à très basse température (-70°C) puis déshydratée sous vide. Dans ces conditions, les cellules microbiennes sont déshydratées et leurs activités métaboliques sont arrêtées en conséquence, les microbes entrent en état de dormance et conservent leur viabilité pendant des années. Cultures pures lyophilisées ou lyophilisées puis scellées et conservées à l'obscurité à 4°C dans des réfrigérateurs. La lyophilisation est la technique la plus fréquemment utilisée par les centres de collecte de cultures.


Lab 3: Obtention de Cultures Pures à partir d'une Population Mixte - Biologie

Comme mentionné dans le laboratoire précédent, les cultures pures sont essentielles pour les études microbiologiques. L'obtention d'une culture pure de bactéries est généralement réalisée en étalant des bactéries à la surface d'un milieu solide de sorte qu'une seule cellule occupe une partie isolée de la surface de la gélose. Cette cellule unique subira une multiplication répétée pour produire un colonie de cellules similaires ou de clones. Il existe trois méthodes couramment utilisées pour dériver une culture pure :

  1. Plaque d'étalement &ndash la culture d'origine est diluée en série et un petit volume de la dilution finale est étalé sur la surface d'une plaque de gélose.
  2. Plaque de coulée et la culture d'origine est diluée en série et un petit volume de la dilution finale est ajouté à la gélose fondue qui est versée sur une plaque de gélose et laissée à durcir. Les colonies se développent sous la surface.
  3. Streak plate &ndash la culture d'origine est directement diluée sur une surface de gélose à l'aide d'une boucle d'inoculation. C'est une méthode simple et rapide.

Toutes ces méthodes diluent ou "descentent" une forte population de bactéries à travers une surface de gélose. La technique de la plaque étalée a été utilisée dans le laboratoire #5 pour obtenir des colonies isolées. Dans ce laboratoire, nous apprendrons à strier une plaque avec une culture mixte contenant plus d'une espèce bactérienne. Comme la plupart des échantillons bactériens rencontrés par un microbiologiste (en clinique, environnement, industrie, etc.) sont des cultures mixtes, il s'agit d'une technique microbiologique très importante. Si cette procédure est effectuée correctement, un certain nombre de colonies isolées se développeront qui seront une source de cultures bactériennes pures.

Assiette à rayures - Triplet Streak. Il existe de nombreuses variantes de la technique des stries, mais dans ce laboratoire, nous utiliserons la strie triplet telle que décrite ici. Assurez-vous de noter les schémas et la description de la technique à la page suivante avant de commencer avec votre plaque à stries.


Lab 3: Obtention de Cultures Pures à partir d'une Population Mixte - Biologie

Résumé de l'article:

Le processus de criblage d'une culture pure en séparant un type de microbes d'un mélange est appelé isolement. Une culture contenant une seule espèce de microbe est appelée culture pure. Dans une culture mixte, une espèce particulière est présente en petit nombre par rapport au nombre des autres.

Par Micromanipulateur

Une seule cellule viable peut être transférée sur le milieu de culture pour développer une culture axénique pure en utilisant un micromanipulateur qui est utilisé avec un microscope pour prélever une seule colonie d'une population mixte.

La lame de gélose nutritive ou la plaque contenant le milieu de culture est exposée à l'atmosphère pendant quelques minutes. Après incubation, de petites colonies apparaissent à la surface du milieu qui peut être transféré sur un milieu frais de manière aseptique pour obtenir une culture pure. Une telle technique est appelée sous-culture. Lorsque le transfert s'effectue du milieu solide (agar) vers le milieu liquide (bouillon), le terme « picking off » est utilisé. Dans de tels cas, la couleur de la colonie, sa taille, sa forme, son apparence, sa forme, sa consistance et ses propriétés facultatives sont enregistrées.

Par technique de plaque striée

Dans cette méthode, la pointe d'une boucle de fil à structure fine appelée aiguille d'inoculation se compose d'un manche en bois ou en verre avec un fil de nichrome dont l'extrémité est pliée pour former une boucle est utilisée pour transférer les microbes du bouillon de culture. Les fils droits sont similaires à la boucle de fil, sauf qu'ils n'ont pas de boucle. Ceux-ci sont utilisés pour transférer la culture en colonie formée sur milieu de culture solide. Dans ce cas, la colonie du milieu solide est striée à la surface du milieu gélosé nutritif dans une boîte de Pétri stérile.

Par inoculation aux animaux

Si le microbe responsable de la maladie est incapable de se développer sur des milieux de culture artificiels, la culture impure est injectée dans les animaux sensibles tels que les cobayes ou les lapins. Ces animaux permettent à l'organisme responsable de la maladie de se développer tandis que le reste du micro-organisme, c'est-à-dire le microbe étiologique, peut être isolé sous forme pure à partir de sang ou de tissu affecté.

Ce milieu est préparé en ajoutant un nombre quelconque de facteurs de croissance. Cet ajout améliore la croissance et la récupération du micro-organisme souhaité. Les milieux différentiels en vertu de leurs ingrédients distinguent les organismes qui grandissent ensemble. Ainsi, dans l'EMB (complexe éosine bleu de méthylène), Escherichia coli confère un éclat métallique en raison de la précipitation du complexe éosine-bleu de méthylène alors que d'autres bactéries riches ne présentent généralement pas d'éclat métallique. Sur milieu gélosé MacConkey, les colonies d'E.coli sont de couleur rouge brique en raison de la fermentation du lactose. Par contre, Salmonella typhi ne donne pas cet aspect dû au non fermenteur du lactose. Les autres milieux sont des milieux sélectifs tels que ceux qui, de par leur composition particulière, favorisent la croissance d'un organisme et inhibent la croissance des autres. Le milieu minimal manque de certains facteurs de croissance. Le milieu favorise la croissance des micro-organismes dont les besoins nutritionnels ne dépassent pas ceux de la souche sauvage correspondante. De tels milieux sont utiles lorsque des auxotrophes sont nécessaires.

Les autres méthodes pour isoler les micro-organismes sont : a. en contrôlant l'environnement physique (notamment la température et le pH), b. en cultivant une suspension microbienne hautement diluée par la méthode de la plaque de coulée dans laquelle une population isolée de micro-organismes se développant à partir d'un seul isolat peut ensuite être facilement séparée. Dans la méthode de la plaque de coulée, l'échantillon est mélangé avec une quantité connue d'eau distillée. The suspension is plated (1 ml) on a presterilized petri dish, spread the sample with the help of loop, and then pour the melted agar medium after cooling it, over the sample containing plate. Incubate the petridish in an incubator at optimum temperature. If counting is not possible , then sample dilutions are made.

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STREAK PLATE CULTURE TECHNIQUE FOR THE ISOLATION OF MICROORGANISM / BACTERIA IN PURE CULTURE

A variety of techniques has been developed for the isolation of microorganism, mainly the bacteria, from the specimen or from the cultures and Streak plate technique is among the most widely used technique to obtain discrete & Well developed colonies of microbes.

The Culture techniques are commonly used in the laboratory for various purposes for which they are intended. The indications for the culture of the organism is mainly done –

  • To demonstrate the cultural characteristics of the bacteria (e.g. color, texture, size, elevation etc.).
  • To isolate the bacteria in discrete colonies from the specimen containing more than 1 bacterium.
  • For determining the Sensitivity and/or Resistance of bacterium towards the particular Drug/Antibiotics or Test substances.
  • To obtain the sufficient growth of the bacterium for various biochemical and other tests.
  • To estimate the viable counts of the bacteria in the specimen.
  • To maintain the stock cultures.
  • To transport or short-term storage of the specimen (e.g. stab culture).

Three types of techniques are commonly employed for the isolations of microorganism from the specimen which are as follows:

In this article, we’ll discuss the Streak Plate technique for the isolation of microorganism in the microbiology laboratory.

PRINCIPLE OF STREAK PLATE TECHNIQUE

The Streak Plate technique for the isolation of microorganism is the most practical method of obtaining discrete and well-developed colonies of the microbe in pure cultures.

It was originally developed by the two bacteriologists, Loeffler and Gaffkey in the lab of Robert Koch (Father of Bacteriology).

In Streak plate technique, a sterilized loop or transfer needle is dipped into the mixed culture of the specimen or a suitably diluted suspension of organisms or Broth cultures, which is then streaked on the surface of Sterile Media plates to make parallel, non-overlapping streaks which are then incubated at optimum temperatures for 24-48 hours usually (for bacteria) or for few weeks in case of fungi.

The Aim of this method is to obtain the discrete, well-developed colonies of the microorganism that are pure, i.e. the growth derived from the single bacteria cell/spore.

REQUIREMENTS FOR THE POUR PLATE TECHNIQUE

  • 24 hours old nutrient broth culture of two or more bacteria (Mixed Culture) or Sample/Specimen.
  • Nutrient Agar Medium
  • Six 9 ml Sterile Water Blanks
  • Sterile Petri plates
  • Graduated pipette (1ml or 1000 ml)
  • Bunsen burner or Spirit lamp
  • Marker

PROCEDURE OF SPREAD PLATE TECHNIQUE

Prepare the Nutrient agar medium (NAM) and label the sterile Petri plate with the Patient identification no. & Date.

Now, pour the prepared Nutrient Agar Medium into the Sterile Petri plates under strict aseptic conditions. Allow the Media plates to Solidify.

Usually, the Streak plate method is done by streaking the specimen directly onto the Agar media plates but in some cases when the there is the more dense population of the organism in the specimen is suspected that a serial dilution of the specimen is done and then the diluted specimen is streaked onto the solidified agar media plates.

Follow the dilution step if required otherwise directly follow the Streaking protocol (T streak method or Quadrant method)

Serial Dilutions of the Specimen / Sample

Label the 6 Sterile Water blanks (9ml sterile water in each tube) as number 1 to 6 with the help of Marker. Also, label the Sterile Petri plates as number 1 to 6. Pour the Agar media in the plates and Kept aside to Solidify.

Place the labeled tubes in the test tube rack. Mix well the 24 hours old broth culture to equally distribute the bacterial cells in the tube.

After mixing, Remove the Cotton plug and aseptically transfer the 1 ml of the bacterial suspension from the tube of culture to sterile water blank tube no. 1 using a graduated pipette.

Shake the tube no. 1 to mix well the content to uniformly distribute the bacterial cells. Transfer the 1 ml of this to the water blank tube no. 2 by using the graduated pipette.

Noter: Use the separate sterile pipette each time to transfer the contents from one tube to another.

In this way, make serial dilutions till the six water blanks (no. 1 to no. 6).

Inoculating / Streaking the Specimen on Media plates

There are various methods or patterns of streaking have been developed for inoculating the specimen on the media plates for the isolation of microorganisms.

VARIOUS PATTERNS OF STREAKING

But three methods are commonly used in most of the microbiology laboratories for the isolation of microorganism in pure cultures which are as follows –

  • Parallel Streaking method (Quadrant)
  • Zigzag streaking method (Quadrant)
  • T streak Method (Three sectors)

The parallel Streak Quadrant Method & Zigzag Streak Quadrant Method are the Quadrant methods whereas the T- Streak method is the three sector method.

The Parallel Streak Quadrant method is commonly used in the Labs for the Isolation of Microorganism. However, the employment of the streaking methods and pattern of streaking varies from lab to lab.

PATTERN OF STREAKING VARIES – EVERY LABORATORY SETS THEIR OWN SOPs

Parallel Streak Quadrant Method

Hold the Specimen tube or Broth culture tube of mixed culture or the Diluted Specimen tube in the left hand.

Now, sterilize the inoculating loop in the flame of the Bunsen burner or Spirit lamp, holding in the Right hand. Remove the cotton plug of the tube and immediately flame the mouth of the tube.

Insert the Sterilized inoculating loop into the broth culture tube and withdraw one loopful of culture.

Promptly, flame the mouth of the tube, replace the cotton plug and place the tube in the test tube rack.

Now, hold the solidified sterile media plate in your left hand at an angle of 60° and place the inoculum (the loop containing the droplet of the specimen) on the agar surface in area 1 (at the edge farthest from you).

Flame the inoculating loop and cool for 5-10 seconds or promptly by touching to the unused area of solidified agar medium in the media plate. Streak the inoculum from side to side in parallel lines across the surface area 1.

Remove the loop and close the inoculated media plate. Reflame and cool the loop and turn the media plate 90° anti-clockwise and touch the sterilized inoculating loop to a corner of the culture in area 1 and drag it several times across the agar in area 2, hitting the original streak a few times. Remember that the loop should never enter area 1 again.

Remove the loop and close the inoculated media plate. Reflame and cool the loop and turn the media plate 90° anti-clockwise. Now Streak the area 3 in the same manner as area 2, hitting the last area several times.

Reflame and Cool the loop and turn the Media plate to 90°. Touch the loop to the corner of the culture streak in Area 3 and streak the inoculum across the agar.

Finally, the last streak is made in a zigzag manner by touching the corner of the culture streak in area 4 and streaking it in a zigzag manner making a tail in the culture. Remember not to overlap this closing tail with any of the Area of Quadrant.

Replace the Lid of the Inoculated Media plate and sterilize the inoculating loop in the flame of Bunsen burner or spirit lamp.

Incubate all the plates at optimum temperature, usually at 37 °C, in an inverted position for 24-48 hours.

Examine the plates for the appearance of individual colonies growing throughout the quadrants in the agar medium. The colonies outside the quadrant are considered as contamination.

RESULTS OF STREAK PLATE CULTURE TECHNIQUE

Generally, a confluent growth will be observed where the initial streak was made, the growth is less dense away from the streak, and discrete colonies will be there in the last area and tail streak.

If the diluted specimen was used to inoculate the media plates, the colonies in the cultures media plates will shows the lesser and lesser no. of the colonies with the increase in dilution factor that means the highest no. of colonies will develop in Plate no. 1 and least no. of colonies in plate no. 6 which will be distributes more or less sparsely along the streak lines.

PARALLEL STREAKS – QUADRANT STREAK PLATE TECHNIQUE

Select the discrete and well-developed colony and note down the characteristics like Color, Shape, Size, Appearance, Elevation, and Pigmentation etc.

These colonies may be transferred i.e. sub-cultured to the fresh media plates by streaking or other culture techniques to obtain the pure culture of the bacterial cells for further study.

PRECAUTIONS TO BE TAKEN…..

The protocol should be followed under all aseptic conditions preferably in Laminar Air Flow (Safety cabinet) to avoid any contamination.

Accurately measure the quantity while preparing the serial dilutions of the specimen.

Allow the media plates to uniformly solidify. Do not inoculate the specimen on partially solidified media plates.

Avoid pressing the inoculating loop too firmly against the agar surface.

The lid of the Petri plate should not be lifted completely to avoid any external contamination.

Sterilize the inoculating loop properly after streaking in an area of the quadrant to avoid contamination and to get the discrete & well-developed colonies.

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Pour Plate Method

This method involves plating of diluted samples mixed with melted agar medium.

The main principal is to dilute the inoculum in successive tubes containing liquefied agar medium so as to permit a through distribution of bacteria cells with in the medium.

Here, the mixed culture of bacteria lis diluted directlyin the tubes containing melted agar medium maintained in the liquid state at a temepature(means successive dilutions of the inoculum (serially diluting the original specimen) are added into sterile petriplate to which is poured melted and cooled) 42ºC - 45ºC agar medium and thoroughly mixed by rotating the plates which is then allowed to solidify.

The content of each tube are poured into seprate petri plate , allowed to solidify, and then incubate

After incubation, the plates are examined for the presence of individual colonies.

The pure colonies may be isolated and transferred into test tube culture media for making pure cultures.

This technique is employed to estimate the viable bacterial count in a suspension.


Significance of Flaming:


Flaming the loop : Holding the loop in the flame of the Bunsen burner kills all contaminating organisms, thus sterilizing the loop. The loop should glow red-hot for a few seconds. After flaming, make sure to slightly cool the loop before picking up organisms from the inoculum culture (the culture that is to be transferred.) When transferring a culture from a plate, cool the loop by touching on the very edge of agar. When transferring from a broth, the red-hot loop will make a sizzling noise as soon as you insert it into the culture. The loop will automatically cool once it makes contact with the broth culture, but wait a one or two seconds before removing the loopful of inoculum from the tube. (The hot loop may create aerosols when it touches the media containing microorganisms. It will cause some of the broth and bacteria to boil briefly, creating a bacteria-containing aerosol. This airborne bacteria have the chances of entering into the respiratory tract or into the body parts. If you hear a hissing sound when you place the heat sterilized loop into the broth culture indicates that the loop is not cooled sufficiently).


Flaming the Mouth of the Test Tube: Passing the mouth of a tube through the flame of a Bunsen burner creates a convection current which forces air out of the tube. This prevents airborne contaminants from entering the tube. The heat of the Bunsen burner also causes the air around your work area to rise, reducing the chance of airborne microorganisms contaminating your cultures.


Agar Slants: Cultures are often transferred to agar slants, in addition to broth tubes and agar plates. An agar slant is a test tube containing agar, in which the solid agar forms a slant in the test tube. When inoculating an agar slant, draw the loop containing the inoculum very lightly over the surface in a zigzag formation while being careful not to break the surface. A needle can be used instead of a loop to inoculate an agar slant by stabbing the needle containing the inoculum into the agar ( Fig 1).


Trying to study this mixed population is often difficult and in the tradition of the scientific method researchers dissect a system and study each piece in isolation. For microorganisms this means separating the organisms and getting them into pure culture. A pure culture is defined as a growth of microorganisms (a culture) that contains one cell type. It is essential in microbiology to be able to obtain and preserve pure cultures. Over 100 years ago, Robert Koch devised methods to achieve this goal and the methods he developed are essentially still used today. The protocols used to maintain pure cultures are a major part of aseptic technique and are the subject of this chapter.

The goals of aseptic technique are two-fold. The first objective is to obtain pure cultures and secondly to prevent cross-contamination. Microorganisms in culture must not escape into the environment, and microbes in the environment must not get into the cultures we are studying. It is essential that aseptic technique be understood and practiced correctly. Contaminated cultures are worthless for diagnosis or for doing research on, because it is unclear what microbe is performing any action that is being observed.

Aseptic methods commonly used are flame sterilization, tube transfer, streak plates, spread plates and pour plates. Flame sterilization is an easy method to insure sterile transfer of a culture from a source to a growth medium. Tube transfer is useful for moving inocula from one tube to another. Mechanical dilution by making streak plates is the preferred method for obtaining a pure culture of a microorganism. Finally, spread plates and pour plates are common methods for enumerating microorganisms and are sometimes useful for obtaining isolated colonies.


Genetics Proves Indian Population Mixture

Between 4,000 and 2,000 years ago, intermarriage in India was rampant. Figure by Thangaraj Kumarasamy

Scientists from Harvard Medical School and the CSIR-Centre for Cellular and Molecular Biology in Hyderabad, India, provide evidence that modern-day India is the result of recent population mixture among divergent demographic groups.

The findings, published August 8 in the American Journal of Human Genetics, describe how India transformed from a country where mixture between different populations was rampant to one where endogamy—that is, marrying within the local community and a key attribute of the caste system—became the norm.

“Only a few thousand years ago, the Indian population structure was vastly different from today,” said co–senior author David Reich, professor of genetics at Harvard Medical School. “The caste system has been around for a long time, but not forever.”

In 2009, Reich and colleagues published a paper based on an analysis of 25 different Indian population groups. The paper described how all populations in India show evidence of a genetic mixture of two ancestral groups: Ancestral North Indians (ANI), who are related to Central Asians, Middle Easterners, Caucasians, and Europeans and Ancestral South Indians (ASI), who are primarily from the subcontinent.

However, the researchers wanted to glean clearer data as to when in history such admixture occurred. For this, the international research team broadened their study pool from 25 to 73 Indian groups.

The researchers took advantage of the fact that the genomes of Indian people are a mosaic of chromosomal segments of ANI and ASI descent. Originally when the ANI and ASI populations mixed, these segments would have been extremely long, extending the entire lengths of chromosomes. However, after mixture these segments would have broken up at one or two places per chromosome, per generation, recombining the maternal and paternal genetic material that occurs during the production of egg and sperm.

By measuring the lengths of the segments of ANI and ASI ancestry in Indian genomes, the authors were thus able to obtain precise estimates of the age of population mixture, which they infer varied about 1,900 to 4,200 years, depending on the population analyzed.

While the findings show that no groups in India are free of such mixture, the researchers did identify a geographic element. “Groups in the north tend to have more recent dates and southern groups have older dates,” said co-first author Priya Moorjani, a graduate student in Reich’s lab at Harvard Medical School. “This is likely because the northern groups have multiple mixtures.”

“This genetic datatells us a three-part cultural and historical story,” said Reich, who is also an associate member of the Broad Institute. “Prior to about 4000 years ago there was no mixture. After that, widespread mixture affected almost every group in India, even the most isolated tribal groups. And finally, endogamy set in and froze everything in place.”

“The fact that every population in India evolved from randomly mixed populations suggests that social classifications like the caste system are not likely to have existed in the same way before the mixture,” said co–senior author Lalji Singh, currently of Banaras Hindu University, in Varanasi, India, and formerly of the CSIR-Centre for Cellular and Molecular Biology. “Thus, the present-day structure of the caste system came into being only relatively recently in Indian history.”*

But once established, the caste system became genetically effective, the researchers observed. Mixture across groups became very rare.

“An important consequence of these results is that the high incidence of genetic and population-specific diseases that is characteristic of present-day India is likely to have increased only in the last few thousand years when groups in India started following strict endogamous marriage,” said co–first author Kumarasamy Thangaraj, of the CSIR-Centre for Cellular and Molecular Biology, Hyderabad, India.**

Mohan Rao, Director, CSIR-CCMB said, “CCMB's continuing efforts over a decade on this field had helped in understanding the complexity of Indian population history and social structure, such as caste systems.”

This study was funded by the NIH (GM100233) NSF (HOMINID grant 1032255) a UKIERI Major Award (RG-4772) the Network Project (GENESIS: BSC0121) fund from the Council of Scientific and Industrial Research, Government of India a Bhatnagar Fellowship grant from the Council of Scientific and Industrial Research of the Government of India and a J.C. Bose Fellowship from Department of Science and Technology, Government of India.

*, ** Quotes adapted from American Journal of Human Genetics news release.


Voir la vidéo: Ensemencement par épuisement (Janvier 2022).