Informations

Expérience de laboratoire : Dénombrement des leucocytes

Expérience de laboratoire : Dénombrement des leucocytes


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Les images ci-dessous ont été obtenues dans une expérience pour dénombrer les leucocytes dans un échantillon de sang en utilisant la chambre de comptage Neubauer.

La solution suivante a été préparée et ajoutée à la chambre Neubauer et observée sous un microscope composé :

100 microlitres d'acide acétique (réactif acide pour hémolyser les globules rouges) + 50 microlitres de colorant de Leishman + 1-2 gouttes de sang.

Ces objets circulaires transparents granuleux dans les images sont-ils les leucocytes ? Si oui, est-ce que ceux-ci incluent également les plus petits ? Je suis incapable de décider lesquels prendre en compte.

De plus ce décompte est-il normal (par exemple, j'ai compté environ 250 (en excluant les très petits et en appliquant la règle de la marge) dans la case en haut à gauche de la grille (Image 3)) ?


D'abord, je m'assurerais que tous les RBC avaient disparu juste en inspectant visuellement. Ce qui devrait rester, ce sont vos globules blancs et vos plaquettes à ce stade, et les plaquettes sont minuscules, vous pouvez donc probablement compter n'importe quoi entre 5 µm et 25 µm. Donc, pour moi, cela inclurait essentiellement tout ce que je peux voir, moins l'arrière-plan ou les débris.

Le problème est donc maintenant de quantifier votre nombre. Vous devriez savoir quel est le volume de votre sang, et voici pourquoi : Ce que vous faites avec un hémocytomètre, c'est compter les #cellules dans un volume donné, mais vous dilué votre sang total avec 150 µL avant de compter. Ainsi, par exemple, si une goutte fait ~60µL et que vous l'avez diluée avec 150µL, votre facteur de dilution est de 3,5, et c'est important parce que votre équation de densité cellulaire est

Pour référence, vous vous retrouvez généralement avec 4 à 10 millions de leucocytes par ml de sang.


Procédure

    Obtenir une suspension uniforme de cellules: Suivez le protocole de typsinisation/neutralisation de la trypsine pour le type de cellule spécifique. Placer la suspension cellulaire dans un tube à centrifuger conique de taille appropriée. Pour obtenir une numération cellulaire précise, une suspension uniforme contenant des cellules individuelles est nécessaire. Pipeter la suspension cellulaire de haut en bas dans le tube 5 à 7 fois à l'aide d'une pipette à petit alésage (pipette de 5 ml ou 10 ml). Pour les cellules décongelées par cryoconservation (dans 1 ml de milieu de cryoconservation), pipeter de haut en bas 7 à 10 fois à l'aide d'une pipette de 1 ml.

Pour une détermination précise, le nombre total de cellules recouvrant un 1 mm 2 doit être compris entre 15 et 50. Si le nombre de cellules par 1 mm 2 dépasse 50, diluer l'échantillon et compter à nouveau. Si le nombre de cellules par 1 mm 2 est inférieur à 15, utilisez un échantillon moins dilué. Si des échantillons moins dilués ne sont pas disponibles, compter les cellules des deux côtés de l'hémocytomètre (zones de 8 x 1 mm 2 ).

Gardez un compte séparé des cellules viables et non viables. Si plus de 25 % des cellules ne sont pas viables, la culture n'est pas maintenue sur la quantité appropriée de milieu. Réincuber la culture et ajuster le volume des milieux en fonction de la confluence des cellules et de l'aspect des milieux. Incluez les cellules en haut et à gauche touchant la ligne médiane. Les cellules touchant la ligne médiane en bas et à droite ne sont pas comptées.

je. Le bleu Trypan est le « colorant vital » exclu des cellules vivantes.
ii. Les cellules vivantes apparaissent incolores et brillantes (réfractiles) sous contraste de phase.
iii. Les cellules mortes se colorent en bleu et ne sont pas réfringentes.

  • % Viabilité des cellules = [Total des cellules viables (non colorées) / Total des cellules (viables + mortes)] X 100.
  • Cellules viables/ml = nombre moyen de cellules viables par carré x facteur de dilution x 10 4 /
  • Nombre moyen de cellules viables par carré = Nombre total de cellules viables dans 4 carrés / 4.
  • Facteur de dilution = Volume total (Volume d'échantillon + Volume de liquide de dilution) / Volume d'échantillon.
  • Cellules viables totales/échantillon = Cellules viables/ml x Le volume d'origine de fluide à partir duquel l'échantillon de cellules a été prélevé.
  • Volume de milieu nécessaire = (Nombre de cellules nécessaires/Nombre total de cellules viables) x 1000.

Possibilités d'accès

Obtenez un accès complet au journal pendant 1 an

Tous les prix sont des prix NET.
La TVA sera ajoutée plus tard dans la caisse.
Le calcul des taxes sera finalisé lors du paiement.

Obtenez un accès limité ou complet aux articles sur ReadCube.

Tous les prix sont des prix NET.


Laboratoire de sang périphérique

Le sang fournit un mécanisme par lequel les nutriments, les gaz et les déchets peuvent être transportés dans tout le corps. Il se compose d'un certain nombre de cellules en suspension dans un milieu fluide appelé plasma. Les cellules du sang sont constituées d'érythrocytes, de plaquettes et de leucocytes ou de globules blancs. Les érythrocytes sont responsables du transport des gaz,

Les cellules du sang sont importantes car elles constituent une population facilement accessible dont la morphologie, la biochimie et l'écologie peuvent donner des indications sur l'état général d'un patient ou des indices pour le diagnostic de la maladie. Pour cette raison, la numération formule sanguine (CBC) et la numération leucocytaire différentielle sont couramment utilisées en médecine clinique. Il est très important de pouvoir reconnaître les cellules sanguines normales et de distinguer les cellules pathologiques des variants normaux.

L'identification des cellules sanguines repose principalement sur l'observation de la présence ou de l'absence d'un noyau et de granules cytoplasmiques. D'autres caractéristiques utiles sont la taille des cellules, la taille et la forme du noyau, l'apparence de la chromatine et la coloration cytoplasmique. Le tableau à la fin de cette section explique ce qu'il faut rechercher dans l'effort d'identification des cellules constituantes d'un frottis sanguin.

Érythrocytes

Les érythrocytes, ou globules rouges, sont de loin le type cellulaire prédominant dans le frottis sanguin. Ils se présentent sous la forme de disques biconcaves de forme et de taille uniformes (7,2 microns) dépourvus d'organites et de granules. Les globules rouges ont un aspect rose caractéristique en raison de leur teneur élevée en hémoglobine. La zone centrale pâle de chaque globule rouge est due à la concavité du disque. Plusieurs plaquettes sont également visibles sur cette diapositive, qui jouent un rôle crucial dans la cascade de la coagulation sanguine.

Neutrophiles

Les neutrophiles sont de loin les plus nombreux des leucocytes. Ils se caractérisent par un noyau segmenté en trois à cinq lobes reliés par des brins minces. Le cytoplasme des neutrophiles se colore en rose pâle. Ses granules primaires (plus gros) contiennent des hydrolases acides et des protéines cationiques, et ses granules secondaires (plus petits) contiennent une variété de substances antimicrobiennes utilisées pour détruire les bactéries qu'elles phagocytent pendant la réponse inflammatoire aiguë.

Éosinophiles

Les éosinophiles sont plus gros que les neutrophiles et se distinguent par un noyau bilobé et de gros granules rouges ou oranges de taille uniforme. Ces granules contiennent une protéine basique majeure, qui est libérée pour tuer les organismes trop gros pour phagocyter, tels que les parasites et les helminthes (vers). Les éosinophiles représentent entre 1 et 3% du total des globules blancs dans le sang humain.

Basophiles

Les basophiles sont de taille intermédiaire entre les neutrophiles et les éosinophiles et ont des noyaux simples ou bilobés. Ils contiennent de nombreux granules violets grossiers qui peuvent varier en taille ou en forme. Ces granules contiennent de l'histamine, qui est libérée pour provoquer une réponse vasoactive dans les réactions d'hypersensibilité, et de l'héparine, qui est un anticoagulant. Les basophiles ne sont pas phagocytaires.

Lymphocytes

Les lymphocytes peuvent apparaître petits ou gros. Le petit lymphocyte a à peu près la même taille qu'un érythrocytes et contient un noyau sombre avec un mince bord de cytoplasme environnant. Les lymphocytes ne contiennent pas de granules visibles. Les petits lymphocytes sont inactifs. Les grands lymphocytes (10 - 15 microns) contiennent plus de cytoplasme que les petits lymphocytes, et le cytoplasme reste basophile. Les grands lymphocytes sont des cellules B ou T actives. Il n'est pas possible de distinguer les lymphocytes B et T à ce niveau de grossissement.

Monocytes

Les monocytes sont plus gros que les lymphocytes et les granulocytes et contiennent des noyaux qui contiennent souvent une indentation d'un côté. Le cytoplasme contient de petits granules avec des enzymes lysosomales et de la peroxydase. Les monocytes sont des cellules phagocytaires importantes dans la réponse inflammatoire.


Résumé

La vaccination avec des vecteurs viraux ou des adjuvants peut induire des changements précoces dans les leucocytes du sang périphérique circulants qui sont prédictifs d'une réponse immunitaire protectrice. Dans cette étude, nous définissons un Trucount Panel (TP1) de coloration d'anticorps de sang total de 11 couleurs pour énumérer et phénotyper les principales populations de leucocytes dans un cadre d'essai de médecine expérimentale de vaccin humain. TP1 peut être préparé jusqu'à 8 semaines avant utilisation, ce qui permet une préparation en vrac dans un laboratoire central et une distribution aux sites cliniques. Les cellules du sang total doivent être colorées dans les 4 heures suivant le prélèvement pour détecter avec précision les principales populations cellulaires. La coloration des cellules avec TP1 suivie du stockage et de l'expédition à -80 °C vers un laboratoire central a peu ou pas d'effet sur les concentrations cellulaires observées. Nous présentons également les données d'un essai clinique multicentrique de vaccin anti-VIH obtenues à l'aide du protocole de test optimisé TP1 et montrons que les données produites sont en corrélation précise avec les données de la numération formule sanguine (FSC). Ensemble, ces données indiquent que le test de panel TP1 optimisé peut être utilisé dans le cadre d'un essai clinique multicentrique pour accroître notre compréhension des réponses systémiques à la vaccination ou à la maladie.


3. RÉSULTATS

Nous avons essayé d'éliminer une éventuelle ambiguïté technique en définissant des portes robustes. Néanmoins, la séparation de certaines populations a causé des problèmes, principalement après NoL concernant le graphique FS et SS, c'est-à-dire que la méthode NoL a conduit à une distribution étonnamment large de FS et SS (Figure S1). Cela peut être dû en grande partie à la formation transitoire de doublets dans la suspension cellulaire riche en érythrocytes, car FS et SS ont diminué après l'application d'une porte de discrimination de doublet. Par conséquent, nous incluons également les lymphocytes avec des signaux SS élevés dans les mesures d'échantillons sans lyse. Étant donné que cela pourrait interférer avec notre tentative d'utiliser NoL comme référence, nous avons toujours vérifié la moyenne de toutes les méthodes comme deuxième méthode de référence. Cependant, comme prédéfini dans notre plan d'analyse, tous les résultats primaires ci-dessous se réfèrent à la méthode NoL comme référence. Les résultats utilisant la moyenne des méthodes ont conduit à des résultats similaires (voir ci-dessous).

La SS différait entre les préparations et était augmentée dans les échantillons traités par FacsL. Ce phénomène était très important pour les granulocytes éosinophiles (granulocytes après soustraction des neutrophiles, c'est-à-dire SS élevé/cellules CD16 avec CD45 légèrement au-dessus de la population neutrophile). Ces cellules sont décalées au-dessus de la plage de mesure supérieure de SS dans les préparations FacsL et semblent donc absentes des parcelles, y compris SS (figure S1), mais sont affichées dans d'autres parcelles en tant que population distincte avec une coloration de fond élevée (par exemple, parcelle CD3/CD8 dans la figure 1).

Deux mesures ont dû être écartées de l'analyse en raison d'un échec de préparation ou d'anomalies de la numération cellulaire individuelle. Nous avons décidé d'inclure 12 échantillons ne s'écartant que très légèrement de nos préconditions de distribution physiologique définies ci-dessus.

Les calculs de contrôle "Sum of Leuko" étaient inférieurs à 98% dans 5 mesures. Dans les 5 cas, les cellules manquantes regroupées dans la "région des Bermudes" CD45 dim/SS basse, sont donc probablement des basophiles et/ou des cellules blastiques et biologiquement plausibles.

3.1 Complétude de la lyse des globules rouges

L'efficacité de lyse était significativement différente entre les méthodes de lyse (P < .0001). La lyse la plus efficace des globules rouges a été obtenue par VersaL (médiane Leuco 96,92 % de tous les événements) et NH4Cl (96,85 %), suivi de près par VersaFix (93,55 %). En revanche, nous avons observé une lyse des globules rouges moins fiable avec QuickL (79,05 %) et FacsL (59,06 %), ces deux dernières méthodes significativement inférieures à chacune des trois premières méthodes (P < .0001 pour toutes les comparaisons, Figure 2).

3.2 Principales populations de leucocytes

L'influence de la stratégie de lyse sur le dénombrement des tailles de population de leucocytes était variable dans différents échantillons avec un large chevauchement et quelques valeurs aberrantes. Cependant, certaines différences étaient clairement significatives. La figure 3 montre les tailles relatives de la population en pourcentage de Leuko. Le nombre relatif de granulocytes était significativement plus élevé après lyse avec FacsL conduisant à une surestimation de 5% par rapport aux échantillons non lysés (P < .0001). Des résultats similaires ont été trouvés pour les neutrophiles (+7%). Les résultats des monocytes étaient similaires en utilisant la définition incluant ou omettant CD14. Dans ce qui suit, seuls les résultats utilisant CD14 sont présentés. Le nombre de monocytes a été sous-estimé avec QuickL (-11%, P < .0001), tandis que des pourcentages comparables (tous au-dessus de NoL, donc une différence encore plus grande par rapport à QuickL) ont été mesurés à l'aide de FacsL, VersaL et VersaFix. La population lymphocytaire totale a été considérablement sous-estimée (−19 %, P < .0001) à l'aide de FacsL. Des résultats similaires ont été trouvés si la moyenne de tous les paramètres au lieu de NoL était utilisée comme référence (voir Figure S2), à l'exception de la fraction de monocytes, qui a été mesurée un peu plus petite avec NoL par rapport à la moyenne de toutes les méthodes.

3.3 Sous-populations lymphocytaires

La figure 4 montre la taille relative de tous les sous-ensembles de lymphocytes (B, T, Tc, Th, Tdn, T-CD56+ et NK) en pourcentage de tous les lymphocytes. Pour les lymphocytes B, T-CD56+ et Tdn, nous avons observé des nombres absolus de cellules très faibles dans certains échantillons, ce qui a conduit à l'exclusion partielle des mesures de 9 échantillons différents (cellules B : 5 échantillons, T-CD56+ : 3 échantillons et Tdn : 4 échantillons). Le nombre de lymphocytes B a montré des valeurs significativement plus faibles après FacsL (-8%, P = .0002). Pour les cellules T-CD56+ et NK, nous avons obtenu des valeurs significativement plus élevées après FacsL (+15%, P < .0001 +11%, P = .006). Après VersaFix, nous avons noté des valeurs inférieures de 8 % au sein du compartiment T-CD56+ (P = 0,0019). Les autres sous-populations de lymphocytes en tant que fraction des lymphocytes totaux ont été mesurées avec seulement de petites différences entre les stratégies de lyse. Encore une fois, des résultats similaires ont été obtenus en utilisant la moyenne de toutes les méthodes comme référence (figure S3).


Dénombrement des principales populations de leucocytes du sang périphérique pour des essais cliniques multicentriques à l'aide d'un test de phénotypage du sang total.

La cryoconservation des leucocytes du sang périphérique est largement utilisée pour préserver les cellules pour les évaluations de la réponse immunitaire dans les essais cliniques et offre de nombreux avantages pour la facilité et la standardisation des évaluations immunologiques, mais des effets néfastes de ce processus ont été observés sur certains sous-ensembles cellulaires, tels que les granulocytes, les cellules B , et les cellules dendritiques (1-3). Le dosage des leucocytes frais donne une image plus précise de l'état in vivo des cellules, mais est souvent difficile à réaliser dans le cadre de grands essais cliniques. Les tests sur cellules fraîches dépendent de l'engagement des bénévoles et des délais et, s'ils prennent du temps, leur application peut être peu pratique en raison des heures de travail requises du personnel de laboratoire. De plus, lorsque les essais sont menés dans plusieurs centres, les laboratoires dotés des ressources et de la formation nécessaires pour effectuer les tests peuvent ne pas être situés à une proximité suffisante des sites cliniques. Pour résoudre ces problèmes, nous avons développé un panel de coloration d'anticorps à 11 couleurs qui peut être utilisé avec des tubes Trucount (Becton Dickinson San Jose, CA) pour phénotyper et dénombrer les principales populations de leucocytes dans le sang périphérique, ce qui donne un type de cellule plus robuste. informations que des tests tels qu'une numération globulaire complète (CBC) ou des tests avec des panels disponibles dans le commerce conçus pour les tubes Trucount qui ne colorent que quelques types de cellules. La procédure de coloration est simple, ne nécessite que 100 &mul de sang total frais et prend environ 45 minutes, ce qui permet aux laboratoires de traitement du sang standard de fonctionner. Il est adapté de la fiche technique des tubes BD Trucount (version 8/2010). Le cocktail d'anticorps de coloration peut être préparé à l'avance en vrac dans un laboratoire d'analyse central et expédié aux laboratoires de traitement du site. Les tubes colorés peuvent être fixés et congelés pour être expédiés au laboratoire d'analyse central pour une analyse par cytométrie en flux multicolore. Les données générées à partir de ce panel de coloration peuvent être utilisées pour suivre les changements dans les concentrations de leucocytes au fil du temps par rapport à l'intervention et pourraient facilement être développées pour évaluer les états d'activation de types de cellules spécifiques d'intérêt. Dans ce rapport, nous démontrons la procédure utilisée par les techniciens de laboratoire de traitement du sang pour effectuer une coloration sur du sang total frais et les étapes pour analyser ces échantillons colorés dans un laboratoire d'analyse central prenant en charge un essai clinique multicentrique. La vidéo détaille la procédure telle qu'elle est réalisée dans le cadre d'une prise de sang d'essai clinique dans le HIV Vaccine Trials Network (HVTN).


Délai : 45 jours

Désolé! La période d'inscription est actuellement close. Veuillez vérifier bientôt.

Description complète du cours


Manpreet Singh, PhD

Manpreet Singh est originaire du Pendjab, un État du nord de l'Inde, et à l'époque où le cours a été élaboré, il était professeur adjoint de microbiologie alimentaire au département des sciences avicoles de l'Université d'Auburn. Il a depuis occupé un poste à l'Université Purdue. Il est membre de l'International Association of Food Protection (IAFP), de l'Institute of Food Technologists (IFT) et de l'American Society of Microbiology (ASM).

Ce cours de laboratoire est conçu pour permettre aux participants d'apprendre et d'effectuer des expériences avec divers aliments et micro-organismes présents dans les sources alimentaires et offre une formation aux techniques microbiologiques de base. Un aperçu détaillé étape par étape de l'isolement des micro-organismes indicateurs et des agents pathogènes courants qui provoquent des épidémies d'origine alimentaire à partir de sources alimentaires est fourni. Le laboratoire est conçu comme un cours de niveau 1 avec cinq modules. Une formation en biologie, avec l'achèvement d'un cours de biologie de base tel que «biologie des organismes», est requise pour le niveau 1, et l'achèvement du niveau 1 est une condition préalable au niveau 2. Les modules de cours donnent un aperçu des différentes méthodes de coloration, l'importance de techniques aseptiques, composition et préparation des milieux de microbiologie, et diverses méthodes d'échantillonnage


Fond

Avez-vous déjà entendu parler de quelque chose que l'on appelle « le sang de la vie » ? Eh bien, c'est parce que le sang est responsable du maintien en vie et de la croissance de presque toutes les cellules de notre corps ! Notre sang est composé de quatre composants principaux : les globules blancs, les globules rouges, les plaquettes et le plasma, chacun ayant des fonctions spécifiques. Avant d'entrer dans la science du sang, cependant, il est utile d'en apprendre un peu plus sur les systèmes circulatoires ! Alors, profitons de cette occasion pour en apprendre un peu plus sur le cafard aussi !

Les humains ont un système circulatoire fermé qui fournit de l'oxygène, des nutriments, des hormones et d'autres éléments essentiels dans tout notre corps. Comme son nom l'indique, un système "fermé" signifie que tout notre sang circule dans les artères, les veines et les capillaires. Cela signifie que notre sang ne fait pas que ballotter à l'intérieur de nous, au lieu de cela, notre cœur pompe avec force le sang dans nos vaisseaux sanguins. Lorsque vous souffrez de vaisseaux sanguins brisés, comme une coupure ou une éraflure, cela s'appelle une hémorragie. Une capacité importante du sang de notre corps est sa capacité à coaguler, ou à créer un blocage qui empêche le sang d'hémorragie, donnant au corps le temps de régénérer les cellules et de guérir la blessure. Vous pouvez également entendre le système circulatoire appelé système cardiovasculaire. Le système cardiovasculaire est juste un terme plus ciblé, se référant principalement au cœur (cardio) et aux vaisseaux sanguins (vasculaires).

Maintenant, au sang ! N'oubliez pas que notre sang est composé de quatre composants : les globules rouges et blancs, les plaquettes et le plasma.

des globules rouges sont responsables de nous garder en vie! Notre cœur pompe notre sang, nos poumons oxygènent les globules rouges et les globules rouges transfèrent l'oxygène aux tissus cellulaires par un processus appelé respiration cellulaire. L'oxygène est important pour nous car il permet à nos cellules de métaboliser (transformer) les nutriments en énergie qui peut alimenter le mouvement et la croissance de notre corps.

globules blancs sont le système de défense de notre corps. Ils sont notre deuxième ligne de défense contre la maladie (la première étant les barrières externes comme la peau), détruisant les « agents pathogènes » (matériel causant des maladies) qui peuvent nous endommager ou nous rendre malades. Il existe une variété de types de globules blancs dans notre corps qui se spécialisent dans le ciblage de différents types d'agents pathogènes. Différentes spécialisations s'accompagnent de différentes approches pour éliminer les agents pathogènes. Les globules blancs peuvent « manger » des agents pathogènes (ils engloutissent l'agent pathogène puis utilisent des enzymes pour le décomposer), libèrent des anticorps pour les détruire ou libèrent des antitoxines pour lutter contre les effets de certains agents pathogènes.

Plaquettes sont responsables de la capacité de notre sang à coaguler. Les plaquettes sont de minuscules cellules, environ un cinquième du diamètre d'un globule rouge. Lorsque vous faites une hémorragie, ils commencent à se coller ensemble sur le site des dommages jusqu'à ce qu'ils aient créé un blocage physique, ou un bouchon, empêchant davantage de sang de s'échapper. Ensuite, une fois que les dommages ont été guéris par le corps, le caillot est réabsorbé dans le corps.

Plasma est le fluide qui permet le mouvement des cellules dans tout votre système circulatoire. Il s'agit principalement d'eau, mais se compose également de protéines, de sucres, d'électrolytes et d'autres éléments essentiels. Le plasma représente un peu plus de 50 % de votre sang, ce qui en fait le composant le plus abondant de votre sang.

Avec nos autres expériences, nous avons appris que les cafards ont un système nerveux similaire à celui des humains, mais est-ce vrai avec le système circulatoire ? Malheureusement, pour ceux d'entre nous qui aiment se prélasser dans la magnificence des similitudes inter-espèces dans la nature, la blatte, comme tous les insectes, n'a pas un système circulatoire comme le nôtre. Au lieu de cela, ils ont un système circulatoire ouvert, avec des cavités corporelles pleines d'hémolymphe (la version insecte du sang). Vous serez heureux d'apprendre que les cafards ont un cœur et, relativement parlant encore, il est encore plus gros que le nôtre ! Le cœur de la blatte utilise 13 chambres, contre quatre, pour pomper le sang dans tout le corps de la blatte. Une autre différence importante est que leur hémolymphe (sang) remplit différentes fonctions, notamment, elle n'est pas responsable du transport de l'oxygène comme la nôtre. Au lieu d'oxygéner le sang avec leurs poumons puis de le disperser dans tout le corps comme le nôtre, les cafards « respirent par la peau » en fait, ils n'ont même pas de poumons ! Au lieu de cela, ils ont un système de tubes, appelés trachées, qui fournissent de l'oxygène dans tout le corps. Les trachées sont oxygénées par des pores spéciaux sur la peau du cafard. C'est ce qui nous permet d'anesthésier les cafards pour les expériences SpikerBox et RoboRoach dans de l'eau glacée - puisqu'ils ne respirent pas comme nous, ils ne peuvent pas se noyer en étant immergés dans l'eau (ils peuvent cependant mourir s'ils sont complètement immergés et sont incapables de se réoxygéner à travers leur peau sur une période de temps prolongée). L'hémolymphe est également importante pour le système immunitaire de la blatte en raison des cellules appelées hémocytes. Comme les globules blancs, les hémocytes sont chargés de protéger le gardon des agents pathogènes.

Pour cette expérience, nous prélèverons du sang humain et de cafard à visualiser sous l'accessoire haute puissance du Roachscope.

Veuillez noter: ces préparations nécessitent l'utilisation d'aiguilles classées comme "pointues" par la FDA (lancettes à doigt et seringues à aiguilles hypodermiques). Ceux-ci peuvent être achetés en vente libre dans la plupart des pharmacies. Ces aiguilles sont TRANCHANT et vous devez faire preuve d'une extrême prudence lorsque vous travaillez avec eux - ne les laissez jamais assis sans leur housse de protection. Lorsque vous êtes prêt à vous en débarrasser, suivez le protocole approprié d'élimination des objets tranchants. Vous pouvez également apporter vos objets tranchants dans une clinique locale et demander s'ils peuvent y être jetés.


Information additionnelle

Contributions des auteurs

JB a conçu le projet global, effectué l'acquisition d'échantillons, l'imagerie, l'analyse et a écrit la majorité du texte.

NB effectué l'analyse des données et des statistiques, et aidé à la préparation du manuscrit.

AA sectionnement de la tumeur effectué et comptage manuel des cellules et statistiques.

JF a assuré la liaison avec les cliniciens et les pathologistes pour obtenir des échantillons, a dirigé l'étude et a aidé à la préparation du manuscrit.


Voir la vidéo: Utilisation dun hématimètre (Juin 2022).